Регуляция репликации днк в клетке. Репликация различных днк, ее регуляция и репарация Основные ферменты репликации ДНК

Спивак Ирина Михайловна

Репликация ДНК

Введение

Генетическая программа всех живых организмов, за исключением РНК-содержащих вирусов, записана в нуклеотидной последовательности ДНК. Следовательно, для сохранения уникальных свойств организма необходимо точное воспроизведение этой последовательности в каждом последующем поколении. Е. соli, например, должна дуплицировать практически без ошибок полный геном размером 4·10 6 нуклеотидных пар при образовании каждого последующего поколения; точно так же должны быть скопированы почти 4·10 9 пар оснований в 23 парах хромосом человека при каждом акте деления клеток. Основным свойством ДНК является то, что она служит матрицей и определяет порядок, в котором нуклеотиды выстраиваются в новые полинуклеотидные нити.

Собственно репликация ДНК в широком смысле – очень важный для делящейся клетки процесс. В него входит также подготовка хроматина к репликации и недопущение повторного митоза. Это обеспечивает однократную дупликацию ДНК в течение одного клеточного цикла, поддерживая таким образом стабильность генома.

Генетическая стабильность живых организмов в значительной степени определяется функционированием комплекса белков, осуществляющих репликацию ДНК. Очевидно, что репликация ДНК регулируется множеством белок-белковых и ДНК-белковых взаимодействий, механизм которых остается неизвестным. Кроме того, комплекс репликации ДНК работает взаимосогласованно с комплексами белков, осуществляющих репарацию повреждений ДНК. Одновременно процесс передачи информации от родителькского организма к дочернему сопровождается рекомбинацией молекул ДНК для создания большего наследственного разнообразия. Процесс ДНК-рекомбинации подробно описан при мейотическом кроссингвере в процессе образования половых клеток, при V(D)J-рекомбинации – процессе формирования разнообразных генов иммуноглобулинов и иммуноглобулиновых рецепторов, при действии некоторых систем репарации ДНК. Учитывая все многообразие и согласованность процессов ДНК-метаболизма, можно предположить еще большее разнообразие и сложное взаимодействие белковых комплексов, осуществляющих стабильное воспроизведение наследственного материала в поколениях.

Важно осознавать, что в ДНК закодирована информация о механизме ее собственного удвоения: одни гены кодируют ферменты, синтезирующие нуклеотидные предшественники ДНК, другие – белки, осуществляющие сборку активированных нуклеотидов в полинуклеотидные цепочки. Есть гены, координирующие процесс репликации с другими клеточными событиями, а также гены, кодирующие белки, которые упаковывают ДНК в хроматин.

Понимание регуляции и динамики этих систем является ключевой задачей молекулярной биологии XXI века.

Глава 1. Репликация – полимеразная реакция

Обнародуя свою модель структуры ДНК в 1953 г., Джеймс Уотсон и Фрэнсис Крик писали: «Мы не могли не осознавать, что специфическое спаривание оснований, постулированное нами, подразумевает наличие какого-то механизма копирования теистического материала». Они первыми заметили: «Если известен точный порядок оснований в одной из цепей, то можно записать и порядок оснований в другой, поскольку спаривание оснований специфично. Таким образом, одна цепь является комплементом другой; именно это свойство наводит на мысль, что ДНК может удваивать саму себя».

Уотсон и Крик предположили, что для удвоения ДНК должны произойти разрыв водородных связей, удерживающих вместе спиральный дуплекс, и расхождение нитей. Они также высказали мысль, что каждая нить дуплекса служит матрицей при синтезе комплементарной нити, и в результате образуются две пары нитей, в каждой из которых только одна является родительской. Таков механизм точного воспроизведения последовательности нуклеотидных пар в двойной спирали ДНК. Уотсон и Крик полагали, что репликация ДНК осуществляется спонтанно, без участия ферментов, но это оказалось неверно. Тем не менее, идея о том, что удвоение ДНК происходит путем последовательного соединения нуклеотидов в соответствии с правилом комплементарности, заданным каждой нитью спирали, разрешила концептуальную проблему точного воспроизведения генов.

Согласно общепринятой модели, репликация всех двунитевых ДНК полуконсервативна. Существуют ли в природе альтернативные способы репликации двунитевой ДНК (например, консервагивный или дисперсный) – неизвестно. Таким образом, после каждого события репликации одна нить в обеих дочерних молекулах является родительской, консервативной, а другая – новосинтезированной, дочерней. Именно такой механизм копирования и называется полуконсервативным. Если геном представлен однонитевой ДНК (как у некоторых вирусов), то эта единственная нить служит матрицей для образования комплементарной нити, с которой она образует дуплекс, а затем на этом дуплексе синтезируются либо дочерние дуплексы, либо однонитевые копии одной из матричных нитей.

Уотсон и Крик уже во второй своей работе 1953 г. предположили возможный механизм копирования наследственного материала. Легко представить, что цепи молекулы ДНК расходятся и каждая из них становится матрицей, на которой синтезируется новая комплементарная цепь. В результате образуются две дочерние двуспиральные молекулы ДНК, не отличимые от родительской молекулы.

В 1957 г. А. Корнберг обнаружил у бактерии Е. соli фермент, катализирующий процесс полимеризации ДНК из нуклеотидов – ДНК-полимеразу 1. В 1959 г. Артуру Корнбергу (А. Kornberg) была присуждена Нобелевская премия за открытие механизма биосинтеза ДНК. Он показал, что в основе удвоения молекул ДНК лежат обычные биохимические реакции.

В общем виде реакцию присоединения 5"-дезоксинуклеотидной группы к З"-ОН-группе концевого нуклеотида праймерной цепи можно представить следующим образом:

N + dNTP <-> n+1 + РР i

где dNMP– любой из четырех обычных нуклеотидов. За один акт репликации нить, содержащая 3’-конец, удлиняется на один нуклеотидный остаток, при этом одновременно происходит удаление пирофосфата. Реакция присоединения нуклеотида обратима, но так как неорганический фосфат в клетках быстро разрушается, то реакция активно направлена в сторону синтеза. Репликация ДНК всегда идет от 5’– конца нити ДНК (то есть содержащего 5’-дезоксинуклеотидную группу) к 3’-концу (то содержащему свободную 3-ОН-группу) и нуждается в наличии ранее синтезированного фрагмета нити ДНК в качестве затравки для реакции полимеризации. Такой ДНК-фрагмент, имеющий свободный 3’-конец, называется праймером. Ферменты, катализирующие праймер-зависимую, детерминируемую ДНК-матрицей реакцию присоединения дезоксинуклеотидов, называются ДНК-полимеразами. К настоящему времени выделены и охарактеризованы несколько различных классов ДНК-полимераз, детально описаны свойства этих ферментов и реакции, которые они катализируют. Об их строении и индивидуальных особенностях мы подробно поговорим в следующих главах.

1.1. Вилка репликации

Процесс репликации происходит в специальных структурах, названных вилками репликации. Схематическое устройство репликативной вилки E.coli представлено на рис. 1. То, что две нити молекулы ДНК расположены антипараллельно друг другу, создает ряд проблем для их олдновременной разнонаправленной репликации.

По мере движения вилки одновременно должны синтезироваться две дочерние цепи. Вилка движется в направлении от 5" к 3’ на одной цепи и от 3’ к 5" – на другой. Однако нуклеиновые кислоты синтезируются только от 5"– к 3"-концу. Проблема решается таким образом, что на одной из родительских нитей новая нить синтезируется непрерывно в направлении 5"-3", что совпадает с движением вилки репликации. Это называется лидирующей или ведущей. Другая нить называется отстающей или запаздывающей, так как синтез на ней идет с некоторой задержкой по сравнению с лидирующей нитью. Это связано с тем, что ДНК на этой нити синтезируется также от 5" к 3", но в направлении, противоположном движению вилки, и короткими фрагментами. Благодаря этому разнонаправленный синтез ДНК может осуществляться в рамках одной структуры – репликативной вилки.

Рис. 1. Схема репликативной вилки.

Длина таких коротких фрагментов у прокариот составляет 1000–2000 пн. По имени открывшего их ученого они были названы «фрагментами Оказаки». По мере движения репликативной вилки концы соседних фрагментов Оказаки соединяются с образованием непрерывной отстающей нити. Для того, чтобы процесс на обеих нитях шел синхронно, полимеразные комплексы лидирующей и отстающей нити связаны между собой, образуя сложную трехмерную структуру (рис. 1, б)

Вилка репликации может двигаться как в одну сторону от точки начала репликации, так и в обе стороны. В зависимости от этого процесс называется однонаправленной или двунаправленной репликацией. Как это выглядит схематически, показано на рис. 2. У эукариот репликация обычно двунапраленная. Также и у E.coli .

Механизмы инициации репликации в точке начала репликации и при образовании фрагментов Оказаки в отстающей цепи в принципе аналогичны, хотя имеются некоторые тонкие различия. В обоих случаях происходит образование коротких РНК-затравок (праймеров), комплементарных матричной ДНК, в виде продолжения которых синтезируется новая цепь ДНК. В дальнейшем короткие вставки РНК замещаются сегментами ДНК, отдельные фрагменты Оказаки затем объединяются с образованием непрерывной отстающей нити.

Все живые организмы на Земле обычно делят на прокариот и эукариот (от греч. карион – ядро). Главной особенностью прокариот является отсутствие у них в отличие от эукариот полноценного клеточного ядра, покрытого оболочкой. Генетический материал прокариот расположен в нуклеоиде – примитивном эквиваленте ядра эукариот. Клетки прокариот имеют очень небольшие размеры – около 1 мкм. Объем эукариотических клеток в 800-1000 раз больше объема клеток прокариот. К прокариотам относятся бактерии и археи (или архебактерии), предки которых возникли около 4 млрд лет назад. Эукариоты могут быть как одноклеточными, так и многоклеточными. Они появились на Земле примерно через 500 млн лет после прокариот.

По современным представлениям ДНК-метаболизм у прокариот имеет некоторые отличия от такового у эукариот. Описывая процессы репликации и рекомбинации, мы будем каждый раз подчеркивать эти отличия.

Глава 2. Начало репликации

Репликация ДНК начинается не в любой случайной точке молекулы, а в специфических местах, называемых точками начала репликации или олриджинами. Процесс копирования продолжается через образование репликативных вилок в одном или обоих направлениях до тех пор, пока ДНК полностью не удвоится. В замкнутых кольцевых молекулах ДНК новосинтезированные цепи ковалентно соединяются в местах встречи увеличивающихся в размере репликативных вилок или в том месте, где единственная вилка возвращается к точке начала репликации. Дочерние молекулы, как правило, расходятся еще до начала нового раунда репликации.

Такие различающиеся по размеру геномы, как геном вируса SV40 (5,2тпн), бактериофага? (48,5тпн) и Е. соli (4-10 3 тпн), воспроизводятся в результате одного инициирующего события, происходящего в определенной точке.

Рис. 2. Возможное движение репликативной вилки.

У про– и эукариот можно встретить различные вариации на эту тему. Так, каждая из цепей родительской спирали митохондриальной ДНК животных (15тпн) имеет свою точку начала репликации. Синтез комплементарной цепи некоторых небольших однонитевых фаговых геномов начинается вблизи одной специфической последовательности, а репликация полученного дуплекса может инициироваться совсем в другой точке. Репликация линейных двунитевых ДНК также инициируется в особых сайтах. Например, ДНК бактериофага Т7 (40тпн) реплицируется в двух противоположных направлениях к разным концам молекулы, начиная от одной точки, а каждая из двух цепей ДНК аденовируса человека (30–38 тпн) реплицируется последовательно всегда от З"-конца.

Для геномов эукариотических клеток характерно наличие множественных точек начала репликации, разбросанных по хромосоме на расстоянии около 20тпн. После инициации репликация продолжается в двух направлениях от каждой точки до тех пор, пока репликативные вилки двух соседних точек начала репликации не сольются. Полноразмерные ДНК каждой дочерней хромосомы получаются путем соединения более коротких, независимо инициированных новосинтезированных нитей.

2.1. Понятие о репликоне и ориджине репликации

Участок ДНК, на котором синтезируется отдельный фрагмент лидирующей нити, называется репликоном. У многих прокариот их геном содержит только одну точку инициации репликации, то есть у них в ДНК только один репликон. Эукариотические геномы полирепликонны.

Место начала репликона, в котором происходит инициация репликации, носит название ориджина репликации. Именно ориджин распознается специальными белковыми комплексами и на нем начинается формирование вилки репликации.

В некоторых случаях место начала репликации имеет такую нуклеотидную последовательность, что дуплекс принимает необычную конфигурацию, которую распознают белки, участвующие в инициации. Природа взаимодействия между точкой начала репликации и белками и механизм инициации в целом исследованы недостаточно, однако можно сказать, что, по-видимому, они в разных случаях различны.

2.2. Ориждин репликации E.coIi oriC

Наиболее подробно изучены ориджины у Е. соli и Bacillus subtilis. Область начала репликации хромосомы, оriС (origin of chromosome), включает в себя участки со специфическими последовательностями, так называемыми ДНК-боксами, и расположенными между ними короткими последовательностями. ДНК-боксы со специфическим «мотивом» нуклеотидов, преимущественно в 9пн, перемежаются фрагментами в 12-1Зпн с высоким содержанием АТ. Сами девятичленные последовательности могут располагаться как в прямом, так и в инвертированном положении по отношению друг к другу. Например, у В. subtilis имеется один фрагмент ТТАТССАСА и два других девятичленных бокса, ориентированных в противоположном направлении, с заменой одной из пар нуклеотидов. Всего у В. subtilis на оriС расположено 15 ДНК-боксов. Область оriС очень консервативна: ДНК-боксы сходного состава имеются в соответствующем месте хромосомы у других бактерий (только у Mycoplаsma genitalium, несмотря на наличие общих для всех бактерий ферментов репликации, ДНК-боксов найдено не было). Сами ДНК-боксы не кодируют белок или РНК, хотя между ними располагаются отдельные гены. Продукты этих генов также большей частью вовлечены в «обслуживание» процесса репликации ДНК.

Порядок расположения ДНК-боксов, промежуточных областей и их количество позволяют думать, что эволюционная дивергенция oriС шла главным образом за счет дупликаций и трипликаций. Схема абстрактного «минимального ориджина» прокариот представлена на рис. 3.

Рис. 3. Организация минимального ориджина прокариот

Схема минимального ориджина прокариот.

2.3. Ориджины других организмов

Коровая часть ориджина репликации у вируса SV40 состоит из элемента опознания (ORE – origin recognition element), необходимого для связывания особого белка Т-антигена (Т-аg), элемента для связывания белка, расплетающего ДНК (DUE – DNA unwinding element), и элемента, обогащенного АТ-нуклеотидами. Участок, с которого вилка репликации начинает двигаться в противоположных направлениях, называется началом двунаправленной репликации (OBR – origin bidirectional replication).

Вспомогательные элементы (Aux) связывают димеры Т-антигена (Аux-1) и фактор транскрипции Sp1 (Аuх-2). Расстояние между этими элементами и их ориентация играют важную роль в процессе инициации репликации. Схема ориджина вируса SV40 представлена на рис. 4.

У эукариот гомологами ориджинов репликации являются автономно реплицирующиеся последовательности, или ARS (autonomously replicating sequences), открытые в 1980 г. Р. Дэйвисом и Дж. Карбоном.

Рис. 4. Схема ориджина вируса SV40.

У дрожжей Saccharomyces cerevisiae особые последовательности, способные обеспечивать репликацию фрагментов ДНК в дрожжевой клетке были выделены раньше, чем у других эукариот. Позднее такие последовательности были найдены и у многих других организмов. У S.cerevisiae АRS занимает 100-200пн и содержит специфическую консенсусную последовательность (АСS – ARS consensus sequence), размером в 11пн, необходимую для связывания с белком-инициатором, а также дополнительные элементы (В-элементы), усиливающие функцию ориджина. Например, АRS1 – первый подробно охарактеризованный ориджин – содержит три таких элемента – В1, В2, ВЗ. Последовательности АCS и В1 занимают приблизительно 50пн и представляют собой наименьшую функциональную область любого ориджина, которая требуется для связывания с белком-инициатором.

Элемент В2 обычно содержит генетически охарактеризованный участок DUE. Вспомогательный элемент ВЗ связывает фактор транскрипции Abf-1. Общая длина ARS-элемента составляет 100-200пн. Строение ориждина S.cerevisiae представлено на рис. 5.

Рис. 5. Схема ориджина Saccharomyces cereiseae

У другого вида дрожжей, Shizosaccharomyces pombe, ориджины состоят по крайней мере из одной ARS, которая значительно длиннее, чем у S. cerevisiae. В некоторых случаях несколько ARS-элементов формируют зону инициации репликации. (Рис. 6.)

Рис. 6. Схема ориджина Shizosaccharomyces pombe

У млекопитающих ориджины детально не охарактеризованы, некоторые из них располагаются в межгенных промежутках, имеют сайты связывания для транскрипционных факторов, часто содержат только районы инициации двунаправленной репликации – OBR.

2.4. Скорость репликации

Скорость репликации генома регулируется в основном частотой инициирующих событий. Так, у Е. соli скорость копирования в каждой репликативной вилке постоянна и равна примерно 1500пн в секунду: следовательно, полный геном длиной 4·10 6 пн реплицируется примерно за 40 мин. Если хромосома реплицируется быстрее, это значит, что увеличивается частота актов инициации в той же самой точке начала репликации при прежней скорости копирования. Клетки Е. соli делятся каждые 20 мин; это означает, что репликация ДНК инициируется в хромосомах, еще не закончивших предыдущий раунд репликации. Скорость движения репликативной вилки в эукариотических клетках значительно меньше (10-100пн в секунду), но завершение репликации хромосомы в разумное время обеспечивается одновременной инициацией во множестве точек. Итак, скорость репликации хромосом контролируется числом и расположением точек начала репликации. Например, в ранних эмбрионах дрозофилы репликация отдельной хромосомы осуществляется каждые 3 мин, благодаря почти одновременной инициации событий в точках, отстоящих друг от друга на 7000-8000пн. В тоже время известно, что у дрозофилы в ходе раннего эмбрионального развития, как скорость репликации, так и размеры и число репликонов тканеспецифичны. В культуре же соматических клеток той же дрозофилы скорость удвоения хромосом значительно более медленная, так как репликация начинается в гораздо меньшем числе точек, находящихся друг от друга на расстоянии 40000пн, при этом продолжительность S-фазы составляет 600 мин. Следовательно, при фиксированной скорости синтеза ДНК множественная инициация повышает скорость процесса репликации в целом и таким образом уменьшает время, необходимое для удвоения всего набора хромосом. Данные о числе репликонов и скорости репликации приведены в табл.1.

Различия в продолжительности S-фазы найдены и у других организмов. Например, у тритона S-фаза длится 1 ч в ядрах бластулы и 200 ч в предмейотической S-фазе сперматоцитов. Вероятно, длительность S-фазы определяется не скоростью синтеза ДНК, а числом задействованных ориджинов репликации. В ДНК клеток нейрулы тритона они находятся на расстоянии около 40 мкм друг от друга, а в соматических клетках – около 100 мкм.

Таблица 1

Число и длина репликонов у разных организмов.

В соответствии с современными представлениями репликоны у эукариот распределены в геноме не случайно, они расположены группами (replicon foci). В этих группах, или фокусах, собираются ферменты репликации, которые удлиняют вилки репликации одновременно 10-100 соседних репликонов длиной примерно по 100тпн каждый. Репликация в них завершается за 45–60 мин. Кроме этого существуют очень длинные репликоны (более 1000тпн) – столь большие, что репликация в них продолжается по нескольку часов.

Активация ориджинов репликации происходит на протяжении всей S-фазы. Например, АRS1 S.cerevisiae активируется в ранней, а АRS501 – в поздней S-фазе. Большинство ориджинов активируется в середине S-фазы. Интересно отметить, что участки хромосом S.cerevisiae, реплицирующиеся в ранней или поздней S-фазе, располагаются мозаично, то есть перемешаны. У S.cerevisiae было обнаружено, что центральная область хромосомы IV реплицируется в ранней, а теломеры – в поздней S-фазе. Участок ДНК размером 67тпн, прилежащий к теломере на правом конце хромосомы V и содержащий АRS501, реплицируется в поздней S-фазе. По-видимому, поздняя репликация этого участка хромосомы является следствием его соседства с теломерой. Кроме того, известно, что в конце S-фазы реплицируются "молчащие" гены, например неэкспрессирующиеся в определенных типах клеток локусы НМL и НМR, которые локализованы в субтеломерных областях. Активно экспрессирующиеся гены, например локус МАТ, напротив, реплицируются в первой половине S-фазы.

Глава 3. Инициация репликации

Ориджины репликации являются местом, с которого начинает свое движение репликативная вилка. Но ДНК-полимеразы не могут начать процесс репликации без помощи других белков. Белки, участвующие в распознавании ориджина и спсобствующие привлечению к нему праймазы – РНК-полимеразы, синтезирующей праймер, «затравку» для синтеза ДНК – и ДНК-полимеразы, образуют комплекс инициации репликации.

3.1 Инициация репликации у E.coli

Инициация репликации в оriС в системе in vitro начинается с формирования комплекса, в состав которого входят шесть белков: DnaА, DnaВ, DnaС, НU, Girase и SSВ. Сначала с девятичленной последовательностью связывается мономер DnaА, затем 20–40 мономеров этого белка формируют большой агрегат. ДНК ориджина опоясывает его, и цепи ДНК разъединяются в области трех тринадцатичленных последовательностей. На следующем этапе димер DnaВ/DпаС присоединяется к комплексу oriС/DnaА, формируя агрегат размером около 480 кДа, соответствующий сфере с радиусом 6 нм. В результате формируется вилка репликации.

3.2. Инициация репликации у эукариот

Инициация репликации ДНК эукариот начинается с образования комплекса ориджина репликации и белка-инициатора репликации. Этот комплекс называется пострепликативным (роst.-RС). Он служит платформой для сборки структур более высокого порядка, которые переводят хроматин в состояние, компетентное для репликации. Последовательные стадии образования комплексов инициации репликации показаны на рис. 7.

Белком-инициатором репликации ДНК в клетках эукариот является ОRС (origin recognition complex), который впервые был описан у S.cerevisiae. Впоследствии ORC-подобные белки были обнаружены и изучены и у других представителей эукариот, а также у млекопитающих и человека. У всех эукариот ОRС образован шестью субъединицами – Огс1-Огсб (120-50 кДа). Для жизнедеятельности S. cerevisiae существенны все шесть субъединиц комплекса. Две разные группы субъединиц ОRС участвуют в распознавании последовательностей ориджина при его связывании с ориджином репликации. Огс1, Огс2 и Огс4 взаимодействуют с АСS, остальные три субъединицы распознают B1– подобные элементы. Возможно, что связь с нуклеотидными последовательностями В1 осуществляет только Огс5. ОRС специфически связывается с ДНК только в присутствии АТР и обладает АТР-азной активностью, которая регулируется координированным взаимодействием белка с АТР и элементами АRS. АТР связывается с субъединицей Огс1 и играет роль кофактора, необходимого для присоединения ОRС к ориджину. Специфическая последовательность ориджина, связавшегося с ОRС, ингибирует АТРазную активность Огс1, в то время как однонитевые участки ДНК, появляющиеся в S-фазе, ее снова активируют. При этом меняется конформация ОRС – с вытянутой (ехtended) на изогнутую (bеnt). Возможно, связывание и гидролиз АТР субъединицей Огс1 участвуют в контролировании функций ОRС в клеточном цикле.

У делящихся дрожжей S.ротbe белок Огс4 содержит в N-концевом домене так называемые «АТ-крючки», с помощью которых ОRС связывается с несколькими областями АRS1, богатыми АТ-последовательностями. У S.cerevisiae ORS присоединяется к ориджину в конце митоза, образуя пострепликативный комплекс (post-RС), и остается связанным с ним в последующих клеточных циклах. При этом post-RС существует в фазах S, G2 и М, а в фазе G1 входит в состав пререпликативного комплекса (рге-RС).

Пререпликативный комплекс формируется на основе post-RC, этот процесс начинается во всех ориджинах одновременно на границе фаз М и G1 и завершается в конце G1 в ориджинах, активирующихся первыми при переходе в S-фазу. В ориджинах, активирующихся позже в S-фазе, образование рге-RC завершается в соответствующий для каждого из них период S-фазы. В G1-фазе во время сборки рге-RС ОRС способен взаимодействовать с циклинзависимыми киназами (Сdks, cyclin-dependent kinases). Это взаимодействие является одним из механизмов, позволяющих клетке формировать рге-RC после митоза. Первыми к post-RC на границе фаз М/G1 присоединяются белок Сdс6 (cell division cycle protein) и семейство шести белков Мст 2–7 (minichromosome maintenance proteins). Белки Мст 2–7 являются наиболее известными среди семейства «поддерживающих мини-хромосомы» белков, впервые идентифицированных у S.сerevisiae при исследовании мутантов, не способных к поддержанию стабильности мини-хромосом.

Рис. 7. Схема инициации репликации у эукариот

Белки Сdс6 и Мст 2–7 описаны у многих представителей эукариот, включая млекопитающих. Недавно было показано, что в клетках S.ротbе и высших эукариот в ранней стадии формирования рге-RС участвует еще один белок – Cdt1 (cell division termination). Белки Мст 2–7 образуют гексамерный комплекс МСМ – ключевой компонент рге-RС. МСМ генерирует контрольный сигнал на нереплицированном хроматине для ингибирования преждевременного митоза в G1-фазе. Также он необходим для продвижения клетки по циклу в S-фазу. Присоединение МСМ к ориджину репликации регулируется фосфорилированием-дефосфорилированием отдельных субъединиц этого комплекса. Например, частичное дефосфорилирование Мст4-субъелиницы, гиперфосфорилированной в фазе М, способствует образованию рге-RС, а полное дефосфорилирование Мст3-субъединицы инактивирует комплекс и препятствует его связыванию с хроматином. В то же время, присоединение МСМ к ориджину зависит от белков Сdс6 и Сdt1, которые совместно «насаживают» МСМ на хроматин. В отсутствие Сdс6 клетки S.cerevisiae теряют способность инициировать репликацию ДНК и подвергаются «урезанному» митозу и нереплицированные хромосомы сегрегируют случайным образом к полюсам веретена.

Способность Сdс6 предотвращать «урезанный» митоз до завершения репликации ДНК обеспечивается его взаимодействием с Cdks. Активность Сdс6 в фазе G1 регулируется также его взаимодействием с АТР, так как мутации в консервативных последовательностях АТР-связываюшего мотива Сdс6 приводили к потере способности хроматина присоединять МСМ в клетках S.cerevisiae и к подавлению репликации ДНК в клетках человека. У S.cerevisiae в присоединении МСМ к рге-RС принимает участие еще один белок – Mcm10, который ассоциирован с хроматином и взаимодействует с компонентами Мст2-7. Столь сложный кнтроль связывания МСМ с ориджином свидетельствует о том, что в клетке существует многоступенчатая система регуляторных механизмов, необходимая для недопущения повторного митоза при нереплицированном хроматине. Связывание МСМ с ориджинами репликации необходимо для обеспечения стабильности генома, именно оно переводит хроматин |в состояние, за которым закрепилось название «разрешающего» репликацию (replication-liscensing). У кеенопуса для связывания МCM требуется наличие дополнительного фактора, носящего такое же название, RLF-B (герlication licensing factor B). Белки МCM обнаруживают аффинность к гистонам, а не к ДНК, в результате чего в конце G1-фазы весь пререпликативный комплекс прочно привязывается к хроматину непосредственно в участке ориджина репликации или рядом с ним.

В G1-фазе к частично сформированному рге-RC присоединяется киназа Сdc7 со своей регуляторной субъединицей Dbf4 (DNA binding factor 4), а в поздней G1-фазе или на границе фаз G1/S – белок Сdс45 и связывающий однонитевую ДНК репликативный белок А (RРA, replication protein A). Взаимодействие между Сdс45 и Dbf4/Cdc7 в поздней G1-фазе требуется для последующего «включения» репликации в ориджинах после сборки рге-RС.

Киназа Dbf4/Cdc7 связывается с ori за некоторое время до того, как начинает выполнять свои функции. Присоединившись к рге-RС, киназа Dbf4/Cdc7 «ждет», когда активируются Сdk, и только после этого фосфорилирует свои субстраты. Роль «раннего» связывания этой киназы с ori пока остается неясной.

Связывание Сdс45 с хроматином зависит от белков Сdс6 и Мст2 и от активности киназы Dbf4/Cdc7 и циклинзависимых киназ S-фазы (Cdk-S-фазы – Сdс28/Сkb5,6 у дрожжей и Сdk2/Сусlins А,Е у высших эукариот). Белок Сdc45 может быть фосфорилирован киназой Dbf4/Cdc7, но это происходит только после активации Cdk-S-фазы. Активность Cdk-S в свою очередь регулируется ингибитором Sic1, который в конце фазы G1 подвергается убиквитинзависимому протеолизу. Присоединение белка Сdс45 к рге-RС происходит в поздней G1-фазе клеточного цикла только на ориджинах тех репликонов, которые начинают синтез ДНК первыми при переходе к S-фазе. Cdk-S и Dbf4/Cdc7-зависимое связывание Cdc45 с остальными ориджинами осуществляется в определенное для каждого из них время на протяжении всей S-фазы. Вероятный механизм присоединения Сdс45 к рге-RС таков: Dbf4/Cdc7, связавшаяся со всеми ориджинами репликации в фазе G1, после воздействия Cdk-S фосфорилирует Мст2 в каждом ориджине в тот период фазы S, который определяется индивидуально для каждого ориджина. В результате фосфорилирования Мст2 конформация комплекса МСМ меняется таким образом, что он приобретает способность связывать Сdс45. В то же самое время к рге-RС присоединяется белок RРА. Подобно Сdс45 RРА связывается с ориджином Cdk-S зависимым образом при участии Мст2. Присоединение белков Сdс45 и RРА завершает сборку рге-RС. Сразу после завершения сборки рге-RС происходит частичная его диссоциация, сопровождающаяся началом формирования RС (replication complex). Белок Сdc6 первым диссоциирует из рге-RС при переходе из фазы G1 в S или даже ранее, подвергаясь фосфорилированию под действием Сdks, за которым следуют убиквитинирование и деградация. Этот путь инактивации Сdс6 показан как для низших эукариот, так и для некоторых представителей высших эукариот. В клетках человека уровень Сdc6 остается постоянным на протяжении всего клеточного цикла. Но при переходе в S-фазу Сdс6 транспортируется из ядра в цитоплазму. По всей видимости, и этот процесс регулируется Сdks. Удаление Сdc6р из ядра (путем гидролиза или транспортировки в цитоплазму) является одним из механизмов, предотвращающих множественные акты репликации в течение одного клеточного цикла.

Белок Сdt1 также инактивируется после завершения формирования рге-RС. При этом в клетках низших эукариот Cdt1. периодически экспрессируется, накапливаясь в ядрах в фазе G1, а в фазе G2 его уровень падает. У высших эукариот активность Сdt1 контролируется белком-ингибитором геминином, который отсутствует в клетках в фазе G1, накапливается на протяжении фаз S, G2 и частично – фазы М и исчезает в М-фазе на границе метафазы и анафазы.

В отличие от Сdс6 и Сdt1 белки Мст2-7, RРА и Сdс45, диссоциировав из рге-RС, остаются связанными с хроматином в S-фазе во время синтеза ДНК. Быстрое освобождение МСМ из рте-RС в клетках дрожжей обеспечивается взаимодействием между Мcm10 и Мст7. Разъединению МСМ и Мст10 способствует белок Сdс45.

Субъединицы Мст4,6,7 комплекса МСМ обладают геликазной активностью, проявляющейся только при стимуляции под действием Cdk-S и киназы Dbf4/Cdc7. Белки Мст2-7 существенны не только для инициации, но и для элонгационной фазы репликации, для прогрессии репликативных вилок. МСМ входит в состав RС и принимает участие в раскручивании двунитевой ДНК в репликативных вилках. В клетках человека связывание МСМ с ориджином при формировании RС осуществляется с участием белка Мcm10, который накапливается и образует комплекс с хроматином в S-фазе, в отличие от Мcm10 S.сегevisiae . При переходе клеток из фазы G2 в М Мcm10 гиперфосфорилируется и диссоциирует из хроматина, а на границе фаз М/G1 он подвергается протеолизу по протеосомному механизму. Таким образом, фосфорилирование и протеолиз Мcm10 в клетках человека осуществляют отрицательную регуляцию активности МСМ после завершения репликации ДНК. Кроме того, отрицательная регуляция активности МСМ может быть результатом непосредственного фосфорилирования отдельных компонентов самого этого комплекса. Так, например, фосфорилирование Cdk специфических сайтов Мcm4 в фазе М приводит к потере геликазной активности Мст4,6,7, а высокая концентрация комплекса Cdk-циклин Е в ядрах эмбрионов Хепорus препятствует связыванию Мст3 с ДНК и таким образом предотвращает реассоциацию МСМ с хроматином после завершения репликации. Комплекс МСМ участвует не только в ранних этапах инициации репликации при переходе клеток в фазу G1, но и в завершении этого процесса в фазе S. Причем на завершающем этапе инициации репликации МСМ выполняет две функции: раскручивает ДНК в ориджине и служит остовом, к которому присоединяются остальные компоненты при формировании RС. Поэтому множественные механизмы регуляции активности МСМ вполне объяснимы. Если в фазе G1 эти механизмы направлены на осуществление продвижения клеток к фазе S без повторного митоза, то в фазах S и G2 они предотвращают повторную репликацию уже реплицированного хроматина.

RРА является белком, связывающим однонитевую ДНК и наличие его в RС при инициации репликации необходимо для стабилизирования расплетенного участка ДНК. RРА образован тремя субъединицами с молекулярными массами 70, 34 и 11 кДа, причем активностью, связывающей однонитевую ДНК, обладает субъединица 70 кДа, а субъединица 34 кДа является регуляторной. Последняя фосфорилируется Сdk, что, по-видимому, необходимо для активации репликации ДНК. Подробное описание этого комплекса будет дано далее.

Белок Сdс45 также участвует в формировании RС. Он необходим для присоединения ДНК-полимеразы? к ориджинам репликации. Показано, что белок Сdс45 человека связывается с белком Мст7 человека и субъединицей р70 ДНК-полимеразы? in vitro. Сdс45 присоединяет ДНК-полимеразу? к RС посредством связывания с Мст7. В клетках дрожжей S.cerevisiae Сdс45 присоединяет ДНК-полимеразу? к хроматину с участием Мст2.

Одним из компонентов комплекса, запускающего репликацию ДНК, является ДНК-полимераза?. Из всех многочисленных ДНК-полимераз эукариот именно она содержит праймазную активность, способную синтезировать короткую РНК «затравку» – праймер из рибонуклеозидтрифосфатов. РНК-праймер генерирует сигнал, который является одним из пусковых механизмов репликации. ДНК-полимераза? обнаружена у всех исследованных эукариот и хорошо изучена. Подробное описание этого фермента будет дано в следующем разделе. Показано, что один из путей регуляции инициации репликации связан с фосфорилированием двух больших субъединиц ДНК-полимеразы? под действием Сdk. При этом циклин Е и Сdk стимулируют инициацию репликации при переходе клетки в S-фазу, а циклин А и Сdk ингибируют ее в фазе G2.

Очевидно, что активация упоминавшихся выше «ранне– и позднеактивных» ориджинов S.cerevisiae зависит от киназы Dbf4/Сdс7р. Вероятно, в каждом ориджине происходит локальная регуляция его активности дополнительными протеинкиназами, например Rad53. Киназа Rad53 блокирует запуск "позднеактивных" ориджинов в ранней S-фазе. Когда это блокирование устраняется, киназа Dbf4/Сdс7р активирует МСМ, что приводит сразу к нескольким последствиям: стимуляции геликазной активности МСМ и связыванию белка RРА и ДНК-полимеразы? с ориджинами репликации. Присоединение ДНК-полимеразы? к RС, раскручивание ДНК в ориджине и синтез РНК-праймера завершают процесс инициации репликации ДНК эукариот. Следует отметить, что роль ДНК-полимеразы? ограничивается только запуском репликации ДНК. Эта ДНК-полимераза не способна к процессивному, то еть протяженному, синтезу ДНК и не обладает корректирующей активностью. Поэтому в дальнейшем в процессе репликации она добавляет к РНК-праймеру приблизительно 20 нуклеотидов и замещается ДНК-полимеразами? или?.

Роst-RС, с образования которого начинается вся цепь событий процесса инициации репликации ДНК, в S-фазе клеточного цикла претерпевает изменения. Эти изменения касаются сродства ОRС к ДНК. Так, например, белок Orc1 Хепориs образует прочный комплекс с хроматином в ранней интерфазе до тех пор, пока не завершится сборка рге-RС. Затем в S-фазе сродство Огс1 к ДНК уменьшается. У млекопитающих Огс1 диссоциирует из хроматина в S-фазе, превращается в моно– или диубиквитинированную форму, затем деубиквитинируется и вновь связывается с ДНК при переходе из М– в G-1-фазу. Белок Огс2, напротив,

остается связанным с хроматином на протяжении всего клеточного цикла и не является субстратом для убиквитинирования. В клетках человека в S-фазе из хроматина диссоциирует комплекс белков, содержащий Огс1 и Огс2, который реассоциирует в конце митоза. В клетках дрожжей S.ротbе ОRС подвергается посттрансляционным изменениям в клеточном цикле: в фазе S начинается фосфорилирование одной из его субъединиц, Огс2, которое достигает максимума в фазах G2 и М. Таким образом, в клетках эукариот один из механизмов, предотвращающих повторную репликацию уже реплицированного хроматина, связан с инактивацией роst-RС либо путем диссоциации из него Огс1 (у высших эукариот), либо путем фосфорилирования Огс2 (у низших эукариот).

Таблица 2

Комплексы инициации транскрипции у эукариот

Для облегчения понимания последовательности связывания различных белков в зоне инициации репликации см. таблицу 2.

В последние несколько лет значительные успехи достигнуты в понимании механизмов регуляции практически каждой стадии инициации репликации. Они осуществляются на уровне функционирования всех компонентов, образующих пост-, пре– и репликативный комплексы. Эти компоненты подвергаются воздействию не одного, а ряда различных факторов. Примером этому служит регуляция комплекса МСМ, активность которого напрямую зависит от белков Сdc6, Мст10, Сdt1, циклин-зависимых киназ, киназы Dbf4/Сdс7, фосфатаз. До сих пор мало понятны закономерности процесса инициации репликации ДНК в эмбриогенезе и те факторы, которые влияют на эти процессы.

Глава 4. Механизм образования и необходимость РНК-праймера

4.1. Синтез праймера для полимеразной реакции

ДНК-полимеразы не могут начинать синтез ДНК непосредственно на матрице, а способны только добавлять новые дезоксирибонуклеотидные звенья к 3"-концу уже имеющейся полинуклеотидной цепи. Такую заранее образованную цепь, к которой добавляются нуклеотиды, называют праймером (или затравкой), она состоит из РНК. Короткую РНК-затравку синтезирует из рибонуклеозидтрифосфатов фермент, называемый ДНК-праймазой. Праймазная активность может принадлежать либо отдельному ферменту, либо одной из субъединиц ДНК-полимеразы. Праймаза связывается с геликазой и ДНК, формируя структуру, называемую праймосомой, и синтезирует РНК-праймер. РНК-праймеры удлиняются действием ДНК-полимеразы III у прокарит и ДНК-полимеразой? у эукариот. Схематически этот процесс на отстающей нити показан на рис. 8. У E.coli праймеры синтезирует специальный отдельный фермент – праймаза.

Рис. 8. РНК-праймеры на отстающей нити

4.2. Понятие об РНК-ДНК дуплексе

ДНК обычно присутствует в клетке в В-форме. Кроме этого, описаны еще две возможные формы состояния ДНК – А и Z. Эти формы представлены на рис. 9. Взаимодействие оснований в В-форме представлено на рис. 10.

У А-формы плоскости оснований составляют угол в 20 градусов с перпендикуляром к оси спирали (у В-формы – 0), расстояние между парами оснований уменьшается до 0.29 нм (у В-формы – 0.34 нм), число пар на виток увеличивается до 11–12 (у В-формы – 10).

Пары оснований в А-форме очень сильно отодвинуты от оси спирали к периферии молекулы – почти на половину радиуса; сдвиг достигает 4–5 A, а в В-форме ДНК он близок к нулю.

Рис. 9. Возможные формы ДНК

При образовании праймера (подробнее сам процесс его синтеза будет представлен при описании ДНК-полимеразы? эукариот) образуется ДНК-РНК дуплекс, который существует в А-форме. Таким

образом, в А-форме дуплекса обеспечивается оптимальный баланс между гидрофобными и комплементарными взаимодействиями оснований матрицы и праймера.

Рис. 10. Взаимное расположение нуклеотидов в ДНК в В-форме

4.3. Ключевые ферменты, участвующие в синтезе ДНК

Многие известные теперь детали процесса репликации ДНК удалось установить благодаря исследованию поведения и активности ферментов, обеспечивающих работу аппарата репликации. Наиболее полно изучен механизм репликации бактериальной ДНК, особенно ДНК Е. соli и бактериофагов, которые в ней размножаются. Довольно хорошо известны и ферменты репликации дрожжей, Drosophila, млекопитающих.

4.3.1. ДНК-полимеразы

ДНК-подимсразы присутствуют во всех прокариотических и эукариотических клетках. Более того, многие вирусы бактерий и животных индуцируют образование вирус-специфических ДНК-полимераз или белков, способствующих эффективному участию ДНК-полимераз клеток-хозяев в репликации вирусной ДНК.

Многие прокариотические и эукариотические ДНК-полимеразы выделены в чистом виде, а их физические и ферментативные свойства детально охарактеризованы. И хотя эти свойства не совсем идентичны, механизм катализа для всех указанных ферментов в общих чертах одинаков.

Рис. 11. Общий принцип строения ДНК-полимераз.

В первичной структуре ДНК-полимераз эукариот присутствуют консервативные мотивы, гомологичные соответствующим мотивам прокариотических ферментов. Это подтверждает, что все ДНК-синтезирующие ферменты имеют общий план строения. Общий принцип строения ДНК-полимераз показан на рис. 11. По форме ДНК-полимсразы можно уподобить полураскрытой кисти правой руки, в которой ладонь, большой палец и остальные пальцы представляют три основных пространственных домена и формируют полость, удерживающую ДНК-матрицу и затравку в ходе синтеза. Консервативные мотивы А, В и С образуют активный центр в домене «ладони», «пальцы» удерживают однонитевую матрицу, а «большой палец» прижимает праймер – матричный двунитевой участок.

Применительно к различным типам ДНК-полимераз эукариот эта модель может быть модифицирована. ДНК-полимеразы работают совместно с различными белковыми комплексами, удерживающими их в вилке репликации. Чаще всего их называют «зажим» и «загрузчик зажима» («sliding clamp», «clamp loader»).

После объединения ДНК-полимеразы с зажимом, «загрузчик зажима» отходит от места реакции, но держится поближе к отстающей нити, чтобы провести загрузку на новом месте объединения праймер-матрица, как только ДНК-полимераза диссоциирует при завершении синтеза предыдущего фрагмента Оказаки. Этот процесс схематически изображен на рис. 12. Подробно об этих комплексах у эукариот и их роли в репликации будет рассказано далее.

4.3.1.1. ДНК-полимеразы прокариот

Полимеразы прокариот обозначаются римскими цифрами (в отличие от полимераз эукариот, которые обозначаются греческими буквами). Наиболее полно изучена ДНК-полимераза I (Ро11) Е. соli. Она представляет собой одиночный полипептид с мультифуикциональными активностями. В качестве ДНК-полимеразы Ро11 катализирует перенос 5"-дезоксинуклеотидильных единиц дезоксинуклеозид-5"-трифосфатов к З"-ОН-группе в цепи ДНК или РНК, после чего происходит спаривание перенесенного основания с соответствующим основанием комплементарной цепи ДНК. Таким образом, для полимеризации ферменту необходимы праймер в качестве акцептора дезоксинуклеотида и матрица, определяющая присоединение нужного нуклеотида. Помимо полимеризации нуклеотидов, Ро11 катализирует две другие реакции, биологическая роль которых очень важна. В одной из них происходит гидролиз фосфодиэфирных связей в одной цепи ДНК или на неспаренном конце дуплексной ДНК, причем за один акт удаляется один нуклеотид, начиная с 3"-конца цепи (3"-5"-экзонуклеаза). Вторая реакция также состоит в отщеплении нуклеотидов, но гидролиз начинается с 5"-конца двунитевой ДНК в направлении к 3"-концу (5"-3"-экзонуклеаза). Эти различные активности присущи разным сайтам полипептидиой цепи РоlI, Если in vitro обработать РоlI трипсином, то полипептидная цепь расщепится на большой и малый фрагменты. Большой, С-концевой фрагмент («фрагмент Кленова») сохраняет ДНК-полимеразную и 3" -5"-экзонуклеазную активности; малый N-концевой фрагмент обладает только 5"-3"-экзонуклеазной активностью.

РоlI и присущие ей экзонуклеазные активности играют очень большую роль в репликации и репарации хромосомной ДНК Е. соli. 3’-5"-экзонуклеазная активность обеспечивает контроль за присоединением каждого нуклеотида и удаление ошибочных нуклеотидов вновь синтезированной цепи. Если эта активность подавлена в результате каких-то мутаций в гене, кодирующем РоlI, то при репликации генома часто происходят мутации – замены оснований.

Способность ДНК-полимеразы удлинять 3"-конец нити, спаренной с матричной нитью, позволяет ей заполнять пробелы между сегментами отстающей нити. РоlI удлиняет фрагменты Оказаки с 3"-концов и удаляет рибонуклеотиды праймера, с которых начинаются 5"-концы соседних фрагментов, что является необходимой предпосылкой для формирования непрерывной отстающей цепи. Поскольку РоlI способна удлинять 3"-конец одной из цепей в месте разрыва в двунитевой ДНК и удалять нуклеотиды с 5"-конца того же разрыва (процесс, называемый ник-трансляцией), этот фермент играет ключевую роль в репарации поврежденной ДНК. Ник-трансляция широко используется in vitro для синтеза радиоактивно меченой ДНК.

У Е. соli имеются и две другие ДНК-полимеразы, но они присутствуют в клетке в меньших количествах. РоlII присоединяет нуклеотиды значительно менее эффективно, чем Ро11, и не обладает 5"-З"-экзонуклеазной активностью. Следовательно, РоlII может заполнять пробелы между фрагментами ДНК, спаренными с матричной цепью, но не способна отщеплять РНК-нуклеотиды от фрагментов Оказаки или осуществлять ник-трансляцию. Роль РоlII в репликации и сохранении хромосомной ДНК Е. соli до настоящего момента неясна. Вероятно, она может участвовать в восстановлении синтеза ДНК после повреждения и остановки вилки репликации. Такой процесс принято называть ресинтезом.

PolIII-холофермент – это ключевой фермент, ответственный за репликацию хромосомной ДНК Е. соli. В каждой клетке содержится только 10–20 копий PolIII – холофермента, но именно он является основным компонентом мультиферментного полимеразного комплекса, инициирующего формирование репликативных вилок в точках начала репликации, участвующего в элонгации лидирующей цепи в вилке и удлиняющего РНК-праймеры с образованием фрагментов Оказаки. Так как PolIII – холофермент не обладает 5"-3"-экзонуклеазной активностью, для репликации отстающей цепи необходимо участие РоlI, чтобы произошло удлинение продукта, образовавшегося при участии PolIII, и удаление РНК-праймеров на 5"-конце фрагментов Оказаки.

Методом направленного мутационного анализа обнаружены изменения в полипептидной цепи основного (кор) фермента PolIII, и изучены аминокислотные замены, которые позволяют приписать определенные виды ферментативной активности конкретным субъединицам ферментного комплекса. Так, ?-субъединица обладает полимеразной активностью, а?-субъединица – 3" 5"-экзонуклеазной. Однако комплекс?– и?-субъединиц обладает значительно более высокой полимеразной и экзонуклеазной активностями, чем каждая из соответствующих субъединиц в отдельности. Функция третьей, ?-субъединицы пока неясна.

Помимо субъединиц, составляющих PolIII – кор, PolIII-холофермент содержит еще семь субъединиц: ?,?,?,?,?’,?, и?. Перечисленные полипепгиды также существуют во множестве копий, так что в результате мол. масса полимеразного комплекса составляет примерно 10 3 кДа. Роль?-субъединицы заключается в том, чтобы свести к минимуму вероятность отделения фермента от матрицы до завершения процесса копирования, то есть работает как «зажим». Субъединица? является фактором димеризации репликативных холоферментов. Точная же функция других субъединиц неизвестна. Вполне возможно, что PolIII-холофермент существует в двух формах, каждая из которых содержит определенный набор вспомогательных субъединиц, придающих ферменту определенные свойства. В одной форме фермент катализирует синтез непрерывной ведущей цепи, а в другой – прерывистой отстающей.

PolIII-холофермент катализирует же реакции синтеза, что и PolI, но работает примерно в 60 раз быстрее. Более того, PolIII-холофермент обладает повышенным сродством к матрице и обеспечивает более высокую эффективность копирования. PolIII-холофермент может связываться и с другими белками, увеличивая эффективность процесса копирования благодаря координации некоторых важных ферментативных этапов репликации. На этом более высоком уровне организации в комплексы могут включаться белки, расплетающие спираль ДНК в точках начала репликации и в репликативных вилках (геликазы), инициирующие образование праймерных РНК (праймазы), обеспечивающие последовательное наращивание цепей ДНК, терминирующие процесс репликации и разделяющие дочерние спирали ДНК.

ДНК-полимеразы, синтезируемые другими бактериями и многими бактериофагами, различаются по своим физической структуре и свойствам. Тем не менее, катализируемые ими реакции практически идентичны реакциям, изученным у Е. соli. У всех ДНК-полимераз есть корректирующая 3"-5"-экзонуклеаза, однако 5"-3"-экзонуклеаза у большинства ферментов отсутствует. Например, ДНК-полимераза фага Т4 может осуществлять 3"-5"-экзонуклеазную реакцию и корректировать ошибки репликации, но не способна катализировать 5"– З"-экзонуклеазную реакцию и поэтому не может обеспечить ник-трансляцию. При репликации ДНК фага Т4 5"-3"-экзонуклеазную реакцию удаления РНК-праймеров перед объединением фрагментов Оказаки катализирует другой кодируемый фагом белок. В процессе прерывистого синтеза отстающих нитей и репарации повреждений ДНК фага Т4 этот фермент работает согласованно с фаговой ДНК-полимеразой. Некоторые вирусы животных (например, герпесвирус, вирус коровьей оспы и вирус гепатита) индуцируют синтез особых полимераз для репликации своих геномов.

Другие вирусы образуют белки, которые стимулируют системы репликации клеточной ДНК или участвуют в репликации вирусной ДНК. Например, паповавирусы синтезируют белки, необходимые для инициации репликации. Аденовирусы человека кодируют белки, «запускающие» инициацию синтеза обеих цепей линейной вирусной ДНК. Они продуцируют также особые ДНК-связывающие белки, облегчающие репликацию.

4.3.1.2. ДНК-полимеразы эукариот

В эукариотических клетках идентифицировано множество ДНК-полимераз, но их физические и функциональные свойства изучены менее детально, чем у соответствующих ферментов прокариот.

Таблица 3

ДНК-полимеразы эукариот

Точная пространственная структура, определенная с помощью рентгеноструктурного анализа, известна лишь для одной ДНК-полимеразы эукариот – полимеразы?-типа, которая заметно отличается по строению от других эукариотических ДНК-полимераз. Сводные данные об основных полимеразах эукариот приведены в таблице 3.

4.3.1.3. ДНК-полимераза? – праймаза

В клетках эукариот синтез ДНК происходит, в основном, в специфических плотных структурах ("репликативных фабриках"), присоединенных к диффузному ядерному матриксу. Предполагается, что в молекулярной организации ядерного матрикса играют некоторую роль фосфолипиды и что ДНК связана с ядерным скелетом гидрофобными взаимодействиями. "Репликативные фабрики" или 21S репликативные комплексы, включают в себя группу ферментов, состоящую не менее чем из 30 белков с молекулярной массой от 15 до 300 кДа, и содержат помимо ДНК-полимеразы? – праймазы еще и 3"-5"-экзонуклеазу, ДНК-лигазу I, РНКазу Н, ДНК-топоизомеразу I, ДНК-геликазу, РСNA и ряд других факторов. Также этот комплекс содержит RРА, специфически взаимодействующий с субъединицей р48 комплекса полимераза-праймаза. Значительный запас ДНК-полимеразы? накапливается в яйцеклетках иглокожих, амфибий, костистых рыб и дрозофилы для обеспечения интенсивной репликации ядерной ДНК в ходе раннего развития.

Как правило, ДНК-полимеразы? не обладают корректорской 3"-5"-экзонуклеазной активностью. Однако в каталитической субъединице 182 кДа ДНК-полимеразы? дрозофилы обнаружена 3"-5"-экзонуклеаза, проявляющая активность только при диссоциации субъединицы 73 кДа.

Мультибелковая форма ДНК-полимеразы? содержит также белок, который связывает динуклеотид диаденозинтетрафосфат (Ар 4 А). Предполагается, что Ар 4 А участвует в репликации ДНК и клеточном делении. Имеются данные о способности ДНК-полимеразы? использовать Ар 4 А в качестве праймера. Однако участие Ар 4 А в качестве праймера in vivo маловероятно, скорее он используется как эффектор. Интересно, что триптофанил-тРНК-синтетаза, синтезирующая этот динуклеотид, находится в том же мултибелковом комплексе.

Обычно комплекс праймаза-полимераза? состоит из четырех субъединиц: большой субъединицы с молекулярной массой 180 кДа, или семейства полипептидов с размерами от 140 до 160 кДа; субъединицы с молекулярной массой около 68–70 кДа и двух малых субъединиц с молекулярными массами 54–58 и 46–50 кДа. Субъединица р180 отвечает за полимеразную функцию. С двумя малыми субъединицами связана праймазная активность. При этом субъединица 48 кДа является каталитической и непосредственно осуществляет праймирование ДНК, а субъединица 58 кДа участвует в связывании инициирующего пуринового нуклеотида и присоединении субъединицы р48 к ДНК-полимеразе?. Она также влияет на скорость полимеризации и стабильность продукта, синтезируемого субъединицей 48 кДа. р58 также облегчает проникновение р48 из цитоплазмы в ядро. Субъединица р180 непосредственно взаимодействует с р58.

С каталитической субъединицей связана субъединица 68–70 кДа, которая необходима для транспорта каталитического полипептида в клеточное ядро. Субъединица 68–70 кДа участвует также в регуляции уровня ДНК-полимеразы? в клетке, она стимулирует синтез каталитического полипептида. Хотя комплекс ДНК-полимераза?-праймаза состоит из четырех субъединиц, количественный состав этого комплекса может быть различным. Вероятно, полимераза? и праймаза находятся в «коре» в соотношении 1: 3.

4.3.1.4. Реакция праймирования

Инициация репликации и прерывистый синтез ДНК на отстающей цепи происходит по РНК-праймерному механизму и является универсальным свойством репликации ДНК у про– и эукариот.

ДНК-праймаза отличается от других РНК-полимераз целым рядом присущих только ей свойств. Во-первых, матричной и субстратной специфичностью. Во-вторых, необычной процессивностью – синтезом мультимеров, кратных 10-нуклеотидным звеньям. В-третьих, низкой точностью и устойчивостью к некоторым ингибиторам РНК– и ДНК-полимераз. Здесь необходимо вернуться к проблеме синтеза РНК-праймеров. Синтез РНК-праймеров на природных матрицах начинается во множественных, но не случайных участках, его инициация происходит с АТР или GТР даже при высоких концентрациях СТР и UTР. Показано, что, например, ДНК вируса SV40 содержат предпочтительные участки инициации – 3"-dСТТТ или 3"-dССС, расположенные внутри участков из 7-25 пиримидиновых нуклеотидов. Высокое соотношение АТР/GТР повышает вероятность инициации в участках 3"-dСТТТ, а низкое – в участках 3"-dССС. Таким образом, концентрация NТР и нуклеотидная последовательность матрицы определяют участки инициации. Впрочем, участки инициации in vivo заметно отличаются от участков инициации, используемых во время репликации ДНК SV40. Во многих случаях обнаружена последовательность 5"-YYYYYYYYСТТТYYYY-3", где Y = С или Т, которая является стартовой площадкой для инициации синтеза ДНК-праймазой в составе комплекса с ДНК-полимеразой?. Минимальная длина пиримидинового кластера должна быть не менее 7 н. Замена одного из пиримидинов на 3"-конце кластера значительно понижает частоту инициации, а замены внутри и вне кластера приводят к смещению точки старта. Известно, что матрицу распознает сама ДНК-праймаза. Стартовый нуклеотид вновь синтезированного праймера всегда является пурином (чаще всего – аденином).

Этот комплекс имеет еще одну специфическую функцию – синтез теломерной отстающей цепи ДНК млекопитающих осуществляет ДНК-полимераза?-праймаза.

ДНК-праймаза – сравнительно медленный фермент. Средняя скорость включения NTP этим ферментом примерно на два порядка меньше, чем скорость включения dNТР ДНК-полимеразой?. ДНК-полимераза? способна удлинять праймеры длиной более 7-10 н. Продукты длиной 2–6 н. не являются субстратами ДНК-полимеразы? и называются абортивными, До синтеза РНК-праймера ДНК-полимераза? и ДНК-праймаза действуют независимо, а после этого их активности координируются. Синтезированный РНК-праймер перемещается в полимеразный активный центр без диссоциации в раствор. Это внутримолекулярное перемещение праймера в дуплексе с матрицей является быстрым и сравнимо по скорости с синтезом праймера. После того как ДНК-полимераза? удлинит праймер, праймаза начинает синтез нового праймера, и цикл повторяется. ДНК-праймаза эукариот отличается от других РНК-полимераз своей способностью к включению дезоксирибонуклеотида в праймер, таким же свойством обладает и праймаза прокариот. Одним из возможных объяснений необходимости включения dNТР в 3"-конец праймера является необходимость перехода от А-формы к В-форме ДНК. Поэтому понимание механизма "переключения" комплекса ДНК-полимеразы?-праймазы от синтеза РНК к ДНК имеет очень большое значение. Способность праймазы узнавать одновременно и рибо-, и дезоксириботрифосфаты представляет серьезный научный интерес.

Выбор РНК-праймера определяется гидрофобным характером белково-нуклеиновых взаимодействий. В случае гибрида РНК-ДНК дуплекс находится в А-форме, в которой обеспечивается оптимальный баланс между гидрофобными и комплементарными взаимодействиями оснований матрицы и праймера.

После инициации рост праймера сопровождается извлечением оснований матрицы из гидрофобной полости белка для спаривания с основаниями растущей цепи РНК. В условиях такой конкуренции короткие ди– и тринуклеотиды легко диссоциируют, образуя абортивные продукты. С ростом длины праймера прочность дуплекса увеличивается, ослабевает влияние гидрофобности активного центра, и пары оснований приближаются к оси спирали. При длине праймера 7 н создаются условия для включения дезоксинуклеотида и перехода в энергетически более выгодную В-форму. Здесь нужно учитывать и большее сродство к ферменту dNТР по сравнению с NТР. Предложенная концепция, по-видимому, носит универсальный характер, поскольку подобное происходит и при инициации транскрипции.

ДНК-полимераза? связывает сначала матрицу, затем праймер и субстрат. ДНК-полимераза? наиболее активна на двунитевой ДНК, содержащей бреши длиной не менее 20–30 н. Область связывания матрицы с ДНК-полимеразой? является достаточно протяженной. Она строго защищает от гидролиза 9 н праймерной цепи, 13 н двухцепочечного участка и 14 н одноцепочечной матрицы и слабо защищает несколько оснований вне этого района. Фермент связывается с 19–20 н матрицы посредством ионных и гидрофобных взаимодействий, эффективность связывания при этом коррелирует с гидрофобностью оснований матрицы.

Отличительной особенностью ДНК-полимеразы? является ее способность удлинять РНК-праймеры и прочная ассоциация с ДНК-праймазой, которая синтезирует эти праймеры.

Средняя процессивность ДНК-полимеразы? составляет 20–50 н. Праймаза редко ошибается в момент синтеза динуклеотида, но затем легко использует неправильные NТР. Хотя скорость включения ошибочных нуклеотидов зависит от нуклеотидной последовательности матрицы и самого неправильного нуклеотида, в принципе, ДНК-праймаза является самым неточным нуклеотид-полимеризующим ферментом. В некоторых случаях один неправильный нуклеотид приходится менее чем на 100 правильных. Встраивание неправильного нуклеотида не препятствует включению следующего правильного нуклеотида. Праймаза может полимеризовать сходные нуклеотиды и генерировать праймеры с множественными ошибками, котрые не ингибируют дальнейший синтез и после внутримолекулярного переноса в ДНК-полимеразный активный центр удлиняются ДНК-полимеразой в присутствии dNTP.

Существуют две модели механизма синтеза праймеров, некомплементарных матрице. Согласно первой модели, фермент просто включает некомплементарные матрице нуклеотиды. Вторая модель предполагает включение нуклеотида, комплементарного матрице, с последующим скольжением праймера относительно матрицы. Низкая точность ДНК-праймазы послужила основой гипотезы о том, почему именно РНК является затравкой при репликации ДНК. Поскольку первые нуклеотиды могут ошибочно включаться в новую растущую цепь, предполагается, что РНК-праймер отмечает "высокоошибочный" участок для последующего вырезания и более точной застройки. Эта точка зрения выглядит убедительной, но, вероятно, главная причина появления РНК-праймера связана все-таки с более эффективной инициацией синтеза ДНК при наличии А-формы РНК-ДНК дуплекса.

В отличие от праймазы ДНК-полимераза? является достаточно точным ферментом. Она делает в среднем от 1/30 000 до 1/50 000 ошибок. Важную роль в обеспечении специфичности синтеза играют белковые факторы репликации. В присутствии RРА точность ДНК-полимеразы? повышается. Известно, что различие свободных энергий образования правильных и неправильных пар оснований в активном центре полимеразы, по-видимому, в 10 раз больше, чем в водной среде.

Выделенные из клеток высокомолекулярные формы ДНК-полимеразы? могут обладать другими активностями помимо ДНК-полимеразной и праймазной. Эти комплексы представляют собой фрагменты репликативной машины клеток. В комплексе, осуществляющем репликацию лидирующей нити, ДНК-полимераза? связана с ДНК-полимеразой?, а в комплексе, синтезирующем запаздывающую цепь, – с ДНК-полимеразой?. У эукариот оба комплекса связаны, вероятно, друг с другом в репликативной вилке подобно тому, как связаны холоферменты синтеза лидирующей и запаздывающей нити у прокариот. Об этом свидетельствует выделение из клеток человека комплексов, названных синтесомами и содержащих ДНК-полимеразы?, ? и?, а также ряд других репликативных белков, среди которых ДНК-праймаза, репликативный фактор RFC, РСNА, поли(АDР-рибозо) – полимераза и ДНК-лигаза I. Из этого высокомолекулярного комплекса недавно выделены и охарактеризованы ДНК-геликаза А с молекулярной массой 90 кДа и 5" -> 3"-экзонуклеаза с мол. массой 47 кДа. С ДНК-полимеразой? может быть также связан белок Р1 из клеток мыши, являющийся гомологом белка МсмЗ дрожжей. Комплекс ДНК-полимераза?-праймаза в ходе мейоза диссоциирует.

Большой Т-антиген SV40 (и других паповавирусов) взаимодействует с субъединицами р180 и р70 в комплексе ДНК-полимераза?-праймаза и рекрутирует этот комплекс в ori вируса. При репликации вируса папилломы ДНК-полимераза? связана с вирусной геликазой Е1.

Негативная регуляция комплекса в клеточном цикле зависит не только от фосфорилирования р180, но также от фосфорилирования субъединицы р68 циклинА-зависимыми киназами. В клетках дрожжей комплекс ДНК-полимераза?-праймаза связан с хроматином в фазах G1 и S клеточного цикла, но не G2/М. Связывание с хроматином зависит от дефосфорилирования субъединицы 86 кДа (гомолог р70) в конце митоза.

4.3.1.5. ДНК-полимеразы? и?

ДНК-полимераза? представляет собой гетеродимер, состоящий из каталитической субъединицы с мол массой 125–130 кДа и субъединицы 48–55 кДа, необходимой для связывания с фактором процессивности РСNА (proliferating cell nuclear antigene). Малая субъединица нужна для преодоления ферментом структурных барьеров в природных однонитевых матрицах. В действительности нативный фермент может представлять собой тетрамер, содержащий по две субъединицы с мол массами 125 и 55 кДа, а субъединица 55 кДа является фактором димеризации репликативных холоферментов, подобно субъединице? в ДНК-полимеразе III Е. соli. В отсутствие РСNА ДНК-полимераза? имеет низкую процессивность на длинных однонитевых матрицах, а в присутствии РСNA процессивность возрастает в 10-100 раз. С помощью делеционных мутантов установлено, что в ДНК-полимеразе? мыши за связывание РСNА ответствен участок 129–149 аминокислотных остатков N-концевой области каталитического полипептида, С-концевой домен менее консервативен и содержит два участка связывания ДНК.

Холофермент ДНК-полимеразы? включает в себя фактор процессивности РСNА и факторы RFС (replication factor C) и RРА, он собирается на праймер-матричном комплексе в следующем порядке: сначала RFС связывается с 3"-ОН-концом праймера на однонитевой ДНК-матрице, "покрытой" белком RРА. Затем RFС в присутствии АТР формирует на ДНК-дуплексе, прилежащем к 3"-концу праймера, кольцевую структуру из трех молекул РСNА с мол массой 36 кДа каждая, а РCNA обеспечивает присоединение ДНК-полимеразы? к 3"-концу праймера, завершая таким образом формирование высокопроцессивного холофермента.

B самом РСNА идентифицированы участки, отвечающие за связывание с субъединицами RFС и ДНК-полимеразами. В присоединении к ДНК у полимеразы? участвуют аминокислотные остатки 121–135, образующие петлю между доменами РСNА.

3"->5"-экзонуклеазная активность ДНК-полимеразы? также регулируется факторами, входящими в состав холофермента. В отсутствие вспомогательных факторов 3"->5"-экзонуклеазная активность ДНК-полимеразы? низка, но в присутствии белка RРА, как и ДНК-полимеразы?, она возрастает в 8-10 раз. Активирующий эффект RРА на 3"->5"-экзонуклеазную активность обусловлен, очевидно, дестабилизацией комплекса затравки с матрицей в присутствии этого белкового комплекса.

Синтез ДНК-полимеразы? в клеточном цикле регулируется на уровне транскрипции. Количество мРНК фермента и белка достигает максимума на границе G1/S-фаз. Динамика синтеза ДНК-полимеразы? в цикле соответствует динамике ДНК-полимеразы?. Интересно, что синтез РСNА в ходе клеточного цикла коррелирует с синтезом ДНК-полимеразы?, однако содержание РСNА стабильно увеличивается и остается высоким до границы фаз G2/М. ДНК-полимераза? представляет собой фосфобелок, наибольшая степень фосфорилирования которого относится к фазе S. Фосфорилирование каталитической субъединицы 125 кДа ДНК-полимеразы? осуществляется, очевидно, специфичной для фазы G1 циклин-зависимой протеинкиназой сdk2. Интересно, что фосфорилирование каталитической субъединицы не сказывается на ее ферментативной активности.

ДНК-полимераза? человека содержит два полипептида – каталитический 261 кДа и 55 кДа. ДНК-полимераза? дрожжей состоит из пяти субъединиц: каталитической 256 кДа и субъединиц 80, 34, 31 и 29 кДа. Субъединица 80 кДа ДНК-полимеразы? дрожжей является гомологом субъединицы 55 кДа фермента из клеток млекопитающих. Ферментативные активности – ДНК-полимеразная и 3"->5"-экзонуклеазная – связаны с высокомолекулярным полипептидом, N-концевой домен которого обеспечивает обе активности, а С-концевой домен необходим для контроля вступления клетки в S-фазу цикла.

Особенностью холофермента ДНК-полимеразы? является его меньшая зависимость от вспомогательных факторов РСNА, RFС и RРА по сравнению с холоферментом ДНК-полимеразы?. ДНК-полимераза? способна процессивно удлинять затравку на однонитевых матрицах в отсутствие РСNА. В присутствии полного набора репликативных факторов увеличивается процессивность синтеза и эффективность связывания ДНК-полимеразы? с праймерами. Существует представление, что на ДНК-матрицах, покрытых белком RРА, факторы РСNА, RFС и АТР образуют «комплекс узнавания 3"-ОН-конца праймера». Участок связывания ДНК-полимеразы? в молекуле РСNА не совпадает с участком связывания ДНК-полимеразы?. Об этом свидетельствует тот факт, что разные мутантные формы белка PCNA, синтезируемые штаммами рспа-79 и рспа-90, не способны взаимодействовать с ДНК-полимеразами? и? соответственно. В результате у мутанта рспа-79 нарушен синтез ДНК, катализируемый ДНК-полимеразой?, а у мутанта рспа-90 – ДНК-полимеразой?.

Другое различие между холоферментами ДНК-полимераз? и? заключается в разной скорости синтеза ДНК. В оптимальных условиях скорость синтеза ДНК холоферментом ДНК-полимеразы? примерно на порядок ниже скорости синтеза холоферментом ДНК-полимеразы?. Это различие связано с разной функцией ДНК-полимераз в репликативной вилке. Один холофермент ДНК-полимеразы? осуществляет быстрый и процессивный синтез лидирующей нити, используя для элонгации единственный праймеру, синтезируемый в районе ori, и диссоциирует только по достижении конца репликона, а несколько холоферментов ДНК-полимеразы? могут одновременно синтезировать фрагменты Оказаки в «зоне Оказаки», удлиняя праймеры, синтезируемые ДНК-полимеразой?-праймазой в начале каждого фрагмента. При этом должен происходить быстрый оборот ДНК-полимеразы?, сопровождающийся диссоциацией после завершения синтеза фрагмента и ассоциацией с праймером очередного фрагмента. При синтезе фрагментов запаздывающей цепи, когда концентрация праймеров высока и могут синтезироваться одновременно несколько фрагментов, скорость полимеризации менеее важна, чем спосбность к быстрому переключению с одного фрагмента Оказаки к другому.

ДНК-полимеразы, ? и?, обладают 3"->5"-экзонуклеазной активностью, выполняющей корректорскую функцию в ходе синтеза ДНК, но частоты ошибок при синтезе лидирующей и запаздывающей нитей отличаются. Это связано с тем, что часть ДНК отстающей нити синтезируется ДНК-полимеразой?, которая способна синтезировать ДНК с большим количеством ошибок.

4.3.1.6. ДНК-полимераза?

Эта полимераза локализована в митохондриях, ее функция связана с репликацией и репарацией мтДНК. ДНК-полимеразы?представляют собой гетеродимеры, состоящие из большой каталитической субъединицы 125–140 кДа, обладающей ДНК-полимеразной и 3’->5"-экзо-нуклеазной активностью, и вспомогательной субъединицы 35–50 кДа, функция которой неизвестна. Как и другие ферменты репликации мтДНК, ДНК-полимераза? кодируется ядерным геномом. Первичная структура ДНК-полимеразы? сходна со структурой ДНК-полимеразы I Е. соli, особенно в области каталитических центров, в N-концевом 3"->5"-экзонуклеазном домене и С-концевом полимеразном домене.

Конец бесплатного ознакомительного фрагмента.

Подробное рассмотрение молекулярных механизмов регуляции репликации ДНК выходит за рамки книги, поэтому ограничимся несколькими замечаниями по данному вопросу и более детально обсудим лишь механизм регуляции репликации у E. coli, в том числе и бактериальных плазмид, что имеет непосредственное отношение к функционированию плазмидных векторов в бактериальных клетках.

Синтез ДНК тесно связан с другими процессами, подготавливающими деление клеток, так как передача необходимой генетической информации родительских клеток дочерним является для клеток-потомков жизненно важной. Наличие избыточной генетической информации отрицательно сказывается на жизнеспособности клеток, тогда как недостаток ее, возникающий вследствие недорепликации ДНК, приводит к летальному эффекту из-за отсутствия жизненно важных генов. Однако процесс передачи генетической информации от родительских клеток дочерним у эукариот не ограничивается простой редупликацией ДНК хромосом. Так, для насекомых многих видов характерно наличие гигантских политенных хромосом, которые возникают в результате множественных раундов репликации ДНК исходных хроматид, не сопровождающейся их расхождением.

Политенизация хромосом представляет обширный класс генетических явлений, связанных с избирательной избыточной репликацией (мультипликацией ) или недорепликацией отдельных генетических локусов эукариот. Ярким примером такого рода является изменение числа генов рибосомных РНК у животных. Амплификация генов рРНК в ооцитах амфибий происходит путем образования их внехромосомных (экстрахромосомных) копий в виде кольцевых молекул рибосомных (р) ДНК, которые далее реплицируются по механизму "катящегося кольца". При этом в каждой клетке амплифицируется только по одному из сотен повторов рДНК, так что амплификация рДНК на одном повторе каким-то образом подавляет процесс амплификации на других, и все образовавшиеся повторы одного ооцита идентичны, но отличаются от наборов амплифицированных рДНК других ооцитов. Строгая стадие- и тканеспецифичность, а также избирательная амплификация только одного повтора рДНК указывают на наличие тонких регуляторных механизмов процесса репликации и в этом случае.

Характерными примерами возрастания числа генов вследствие их избирательной репликации являются магнификация генов рРНК и изменение числа генов, определяющих устойчивость клеток к лекарственным препаратам. В первом случае утрата части генов рРНК у дрозофилы в результате делеции сопровождается постепенным восстановлением их числа, тогда как во втором случае у клеток, находящихся в условиях селективного действия токсичного для них лекарственного препарата, возрастает число копий генов, необходимых для его нейтрализации. В частности, это характерно для гена дигидрофолатредуктазы в присутствии метотрексата. Высказывается предположение, что в основе изменения числа копий таких генов лежит механизм неравного кроссинговера.

Репликация хромосом бактерий тесно сопряжена с метаболизмом клеток. Например, частота инициаций новых раундов репликации зависит от скорости роста бактериальных клеток, и в клетках быстро растущих бактерий могут содержаться хромосомы с несколькими работающими репликативными вилками, хотя для репликации одной бактериальной хромосомы их требуется только две, инициированные в единственной области начала репликации (ori) и расходящиеся в противоположных направлениях. Это позволяет бактериям при благоприятных условиях затратить для генерации меньше времени, чем для полной репликации бактериальной хромосомы. Очевидно, что для поддержания строго упорядоченного характера репликации должны существовать тонкие механизмы регуляции репликации на уровне инициации новых раундов. Такие механизмы, действительно, существуют.

Наиболее хорошо изученными в настоящее время являются механизмы регуляции синтеза ДНК у E. coli, в том числе механизмы контроля числа копий у небольшой плазмиды E. coli ColE1, которые будут рассмотрены ниже более подробно из-за важности этих явлений для генной инженерии.

Репликация ДНК

Схематическое изображение процесса репликации: (1) запаздывающая нить, (2) лидирующая нить, (3) ДНК-полимераза, (4) ДНК-лигаза, (5) РНК-праймер, (6) праймаза, (7) фрагмент Оказаки, (8) ДНК-полимераза, (9) хеликаза, (10) одиночная нить со связанными белками, (11) топоизомераза.

Реплика́ция ДНК - процесс синтеза дочерней молекулы дезоксирибонуклеиновой кислоты на матрице родительской молекулы ДНК. В ходе последующего деления материнской клетки каждая дочерняя клетка получает по одной копии молекулы ДНК, которая является идентичной ДНК исходной материнской клетки. Этот процесс обеспечивает точную передачу генетической информации из поколения в поколение. Репликацию ДНК осуществляет сложный ферментный комплекс, состоящий из 15-20 различных белков, называемый реплисомой.

Репликация проходит в три этапа:

инициация репликации
элонгация
терминация репликации.

Регуляция репликации осуществляется в основном на этапе инициации. Это достаточно легко осуществимо, потому что репликация может начинаться не с любого участка ДНК, а со строго определённого, называемого сайтом инициации репликации. В геноме таких сайтов может быть как всего один, так и много.

Репликон - это участок ДНК, который содержит сайт инициации репликации и реплицируется после начала синтеза ДНК с этого сайта.

Репликация начинается в сайте инициации репликации с расплетания двойной спирали ДНК, при этом формируется репликационная вилка - место непосредственной репликации ДНК.

Суть репликации днк заключается в том, что специальный фермент разрывает слабые водородные связи, которые соединяют между собой нуклеотиды двух цепей. В результате цепи ДНК разъединяются, и из каждой цепи «торчат» свободные азотистые основания (возникновение так называемой вилки репликации). Особый фермент ДНК-полимераза начинает двигаться вдоль свободной цепи ДНК от 5"- к З"-концу (лидирующая цепь), помогая присоединиться свободным нуклеотидам, постоянно синтезируемым в клетке, к З"-концу вновь синтезируемой цепи ДНК. На второй нити ДНК (отстающая нить) новая ДНК образуется в виде небольших сегментов, состоящих из 1000-2000 нуклеотидов (фрагменты Оказаки).

Для начала репликации ДНК фрагментов этой нити требуется синтез коротких фрагментов РНК как затравок, для чего используется особый фермент - РНК-полимераза (праймаза). Впоследствии праймеры РНК удаляются, в образовавшиеся бреши встраивается ДНК с помощью ДНК полимеразы I. Таким образом, каждая цепь ДНК используется как матрица или шаблон для построения комплементарной цепи.

Основные ферменты репликации ДНК:

ДНК - полимераза

ДНК-полимераза - фермент, участвующий в репликации ДНК. Ферменты этого класса катализируют полимеризацию дезоксирибонуклеотидов вдоль цепочки нуклеотидов ДНК, которую фермент «читает» и использует в качестве шаблона. ДНК-полимераза начинает репликацию ДНК, связываясь с отрезком цепи нуклеотидов.

ДНК - лигазы

Лигаза - фермент, катализирующий соединение двух молекул с образованием новой химической связи (лиᴦᴎҏование). ДНК-лигазы -- ферменты, катализирующие ковалентное сшивание цеᴨȇй ДНК при репликации.

ДНК - хеликазы

ДНК хеликазы - ферменты раскручивающие двуцепочечную спираль ДНК.

ДНК-топоизомеразы

ДНК-топоизомеразы-ферменты, изменяющие стеᴨȇньсверхспиральности и тип сверхспирали. Путём одноцепочечного разрыва они создают шарнир, вокруг которого нереплецированный дуплекс ДНК, находящейся ᴨȇред вилкой, может свободно вращаться. Это снимает механическое напряжение, возникающее при раскручивании двух цеᴨȇй в репликативной вилке, что является необходимым условием для её непрерывного движения.

Праймаза

Праймаза - фермент, обладающий РНК-полимеразной активностью; служит для образования РНК-праймеров, необходимых для инициации синтеза ДНК в точке ori и дальнейшем для синтеза отстающей цепи.

4.2.1.Инициация репликации ДНК у E. coli и ее регуляция

Репликация хромосомной ДНК у бактерий играет ключевую роль в их жизненном цикле. В ходе этого процесса микроорганизмы редуплицируют свой геном, а образовавшиеся дочерние геномы далее переходят в дочерние клетки. Высокая точность, с которой бактерии осуществляют такие процессы, указывает на наличие специальных механизмов их координации и контроля.

Структура области начала репликации oriC . Хромосома E. coli содержит единственную область начала репликации (origin), названную oriC , на которой происходит инициация репликации (рис. I.47,а ). Размер минимальной области начала репликации, обеспечивающей автономную репликацию хромосомы, составляет 258 п.о. (положение 11–268 на рис. I.47). Сравнение первичных структур областей начала репликации различных энтеробактерий показало, что их последовательности представлены короткими консервативными участками, которые перемежаются дивергировавшими сегментами ДНК, длины которых, однако, высококонсервативны. Консервативные участки оказались сайтами связывания регуляторных белков, разделенных спейсерными последовательностями. OriC содержит пять консенсусных 9-нуклеотидных сайтов связывания инициатора DnaA (непалиндромные повторы), названных DnaA-боксами. У всех энтеробактерий области начала репликации содержат 9–14 сайтов GATC, положение восьми из которых консервативно.

В левой части oriC находится AT-богатая область, содержащая три похожих последовательности длиной в 13 нуклеотидов, каждая из которых начинается с GATC. Здесь же локализован AT-кластер, который вместе с левой 13-нуклеотидной последовательностью образует область нестабильной спирали ДНК (ДНК-расплетающий элемент ). Этот участок ДНК может быть заменен без потери функции на аналогичный по нуклеотидному составу, но с другой последовательностью нуклеотидов.

OriC содержит сайты связывания белков, изгибающих ДНК, IHF (integration host factor) и FIS (factor for inversion stimulation). Оба белка, по-видимому, помогают инициатору DnaA раскручивать ДНК.

Димерный белок IciA, состоящий из субъединиц с молекулярной массой 33 кДа, специфически связывается с AT-богатыми 13-мерными повторами. Функция этого белка неизвестна, так же как и функция белка Rob, который специфически взаимодействует с 26-нуклеотидным сайтом в правой части DnaA-бокса R4. ДНК вблизи Rob-сайта обнаруживает изгиб, который более ярко выражен у молекул, полностью метилированных Dam-метилтрансферазой (см. ниже). С такими полностью метилированными ДНК взаимодействует гистоноподобный белок H-NS, сайт связывания которого перекрывается с Rob-сайтом. Это взаимодействие оказывает влияние на функционирование oriC .

Рис. I.47. Структура области начала репликации хромосомы E. coli (а ) и схема инициации ее репликации (б )

HobH – белок, взаимодействующий с метилированной по одной цепи ДНК области начала репликации (hemimethylated origin binding)

Функции белка DnaA. Белок DnaA играет ключевую роль в сборке реплисомы – многокомпонентного белкового комплекса, осуществляющего двунаправленный синтез ДНК. Белок распознает область начала репликации и привлекает к месту сборки остальные белковые компоненты реплисомы.

Этапы инициации синтеза ДНК на oriC . Сборка исходного комплекса начинается с взаимодействия белка DnaA с DnaA-боксами R1–R4 и M (см. рис. I.47,б ). Для успешного прохождения последующих этапов сборки реплисомы белок DnaA должен находиться в комплексе с ATP и взаимодействовать с сверхспирализованным oriC. С помощью электронного микроскопа исходный комплекс обнаруживается в виде компактной эллипсоидной структуры, содержащей 20 мономеров DnaA, которая закрывает oriC. Исходный комплекс обладает высокоупорядоченной структурой.

В присутствии ATP в высокой концентрации (5 мМ) исходный комплекс превращается в открытый комплекс . В этом комплексе происходит частичное расплетение АТ-богатых 13-нуклеотидных повторов, расположенных в левой части oriC . При 37 ° или выше единственный белок DnaA может обеспечивать расплетение ДНК. Для образования открытого комплекса при более низких температурах требуется участие структурирующего белка HU или интеграционного фактора бактерии-хозяина IHF. В открытом комплексе обнаруживают небольшие участки расплетенной ДНК в правой части oriC между DnaA-боксами R2 и R4, которые рассматривают как места посадки хеликазы.

Белок DnaB является хеликазой репликативной вилки и входит в открытый комплекс с образованием препраймирующего комплекса I , взаимодействуя с одноцепочечными участками частично расплетенной ДНК. Такие участки подготавливаются белком DnaA, который вытесняет SSB-белок с соответствующих сайтов. DnaB входит в препраймирующий комплекс I в виде гексамеров, образовавших комплекс с шестью мономерами DnaC, каждый из которых связывает одну молекулу ATP. В этом комплексе хеликазная активность белка DnaB блокирована. Освобождение DnaC из комплекса происходит в результате гидролиза ATP. Следствием этого является активация хеликазы DnaB и ее правильное расположение в комплексе. Совокупность этих событий превращает препраймирующий комплекс I в препраймирующий комплекс II .

Хеликаза должна начать функционировать в месте старта репликативной вилки в правой части oriC вблизи DnaA-боксов R2, R3 и R4. Для этого она должна быть транслоцирована от места ее первоначального вхождения в комплекс к точке начала репликации. Предполагается, что транслокация ассоциирована с ATP-зависимым освобождением из комплекса белка DnaC, что сопровождается активацией хеликазы.

В праймирующем комплексе хеликаза DnaB взаимодействует с DnaG-праймазой, которая играет ключевую роль в обеспечении инициации репликации именно на oriC . Оба этих фермента обеспечивают сопряжение функционирования двух репликативных вилок, движущихся в противоположные стороны. В бесклеточной системе при низких концентрациях праймазы репликация становится однонаправленной и может инициироваться не на oriC . В праймирующем комплексе присутствие белка DnaA больше не требуется, и он после освобождения из комплекса может быть повторно использован для инициации репликации на другом oriC . Полагают, что во время координированной сборки двух репликативных вилок в одной из них синтезируется праймер, который становится затравкой при синтезе ведущей цепи другой репликативной вилкой, движущейся в противоположном направлении. Праймаза в праймирующем комплексе функционирует по дистрибутивному механизму. После синтеза праймеров она покидает репликативную вилку и заменяется новой молекулой праймазы во время образования очередного фрагмента Оказаки.

При образовании реплисомы в каждой репликативной вилке происходит ATP-зависимое формирование димерного комплекса холофермента ДНК-полимеразы III, связанного с 3"-концами праймеров (скользящий зажим, см. выше). Вслед за этим происходит координированная элонгация праймеров, сопровождаемая двунаправленным синтезом ведущих и отстающих цепей ДНК. В бесклеточной системе точки начала синтеза ведущих цепей локализованы в oriC вблизи DnaA-боксов R2, R3 и R4.

Механизмы контроля инициации репликации in vivo. Инициация репликации ДНК у E. coli регулируется, по крайней мере, на трех уровнях: 1) инициация синхронизирована с клеточным циклом; 2) синтез ДНК в каждой области начала репликации в клеточном цикле инициируется только один раз; 3) инициация происходит синхронно во всех областях начала репликации, присутствующих в данной бактериальной клетке. Установлено, что синтез ДНК начинается после того, как масса бактериальной клетки в расчете на одну область начала репликации достигает определенного значения, названного массой инициации (initiation mass). В качестве основного водителя ритма (пейсмекера), играющего ключевую роль в контроле инициации репликации, в настоящее время рассматривается белок DnaA.

Подавление синтеза белка in vivo сопровождается завершением уже инициированного синтеза ДНК на фоне прекращения новых раундов инициации. Возобновление синтеза белка приводит к инициации репликации после лаг-периода в одну клеточную генерацию. При наличии всех необходимых белков инициация чувствительна к рифампину – специфическому ингибитору бактериальной РНК-полимеразы, что указывает на зависимость инициации от синтеза нетранслируемой РНК.

Роль топологии oriC в инициации репликации . Топоизомераза I и топоизомераза II (ДНК-гираза) поддерживают бактериальную хромосому в негативно суперскрученном состоянии. Приблизительно половина супервитков нейтрализуется гистоноподобными белками HU, IHF и FIS, тогда как остающаяся сверхспирализация бактериальной хромосомы облегчает транскрипцию, репликацию и сайт-специфическую рекомбинацию. Предполагается, что бактериальная хромосома состоит из 40–50 суперскрученных доменов с 25 супервитками на 1 т.п.о. ДНК. В настоящее время отсутствуют точные данные о топологическом состоянии oriC , необходимом для инициации репликации у E. coli. Известно, что мутации в гене топоизомеразы topA супрессируют температурно-чувствительные мутации dnaA(Ts) . Предполагается, что в этих мутантных штаммах топология oriC изменена таким образом, что допускает инициацию репликации при меньших внутриклеточных концентрациях белка DnaA. Кроме того, на важность определенного топологического состояния oriC для инициации указывает факт нарушения инициации у мутантных бактерий с измененным геном gyrB(Ts) , кодирующим B-субъединицу ДНК-гиразы.

Активация репликации транскрипцией. В том случае, если сверхспирализация минихромосом или плазмид, содержащих oriC , недостаточна для инициации их репликации, инициация может происходить при одновременной транскрипции ДНК в окрестностях oriC . Изменение топологии oriC в этом случае может осуществляться за счет образования R-петель (ДНК–РНК-гибрида в двухцепочечной ДНК) или вследствие транскрипции, как таковой, при которой перед транскрибирующей РНК-полимеразой имеет место локальная положительная сверхспирализация ДНК, а вслед за ней – отрицательная. Это облегчает образование открытых комплексов при инициации синтеза ДНК.

Роль белка DnaA в регуляции инициации репликации. ~60 минут необходимо бактерии для репликации хромосомной ДНК, разделения дочерних хромосом и подготовки к новому делению. Следовательно, клетки со временем генерации короче этого периода (например при повышенных температурах на богатых питательных средах) должны инициировать репликацию хромосом, предназначенных для последующих делений, до завершения предыдущего раунда репликации. Таким образом, в отдельной клетке может содержаться реплицирующаяся хромосома со множественными точками начала репликации. При этом инициация репликации на множественных областях начала репликации происходит одновременно.

Сверхпродукция DnaA в бактериях приводит к резкому возрастанию частоты инициаций репликации без изменения общей скорости синтеза ДНК, что указывает на DnaA как на позитивный регулятор этого процесса. Среди моделей, объясняющих механизм регуляторного действия белка DnaA наибольшее распространение получила модель титрования DnaA. В соответствии с этой моделью весь вновь синтезируемый белок DnaA связывается (титруется) DnaA-боксами oriC хромосомы. Как только количество молекул инициатора превышает число внутриклеточных DnaA-боксов (все DnaA-боксы оказываются занятыми белком), происходит инициация синтеза ДНК. После запуска инициации на одном oriC наблюдается освобождение молекул DnaA, резкое повышение его внутриклеточной концентрации и синхронная инициация синтеза ДНК на других доступных областях начала репликации. При этом ассоциация с мембранами первой oriC защищает ее от использования в реинициации.

Роль Dam-метилирования в инициации синтеза ДНК. Как уже упоминалось выше, Dam-метилтрансфераза E. coli модифицирует остатки аденина в последовательностях 5"-GATC. В результате репликации молекула ДНК временно превращается из полностью метилированной молекулы в метилированную по одной цепи, что позволяет клетке распознавать вновь синтезированную ДНК. Расположение кластеров Dam-сайтов в oriC энтеробактерий высококонсервативно (см. рис. I.47,а ). Неметилированная или наполовину метилированная плазмидная ДНК в клетках dam-мутантов не реплицируется, хотя и служит субстратом в бесклеточной системе репликации. Репликация хромосомной ДНК у dam-мутантов начинается на oriC , однако контроль репликации нарушен, что проявляется в асинхронности репликации на множественных oriC. Оказалось, что лишь наполовину метилированная, но не полностью метилированная или неметилированная oriC- ДНК специфически связывается с фракцией мембран E. coli in vitro. При этом в быстро растущих клетках 1/3 времени генерации oriC- ДНК находится в наполовину метилированном состоянии, после чего полностью метилируется. То же самое характерно и для промотора гена инициатора DnaA, у которого метилированное наполовину состояние связано с подавлением транскрипции гена. В отличие от этого реметилирование вновь синтезированной цепи ДНК остальной части бактериальной хромосомы происходит быстро – в течение 1–2 мин. На основании такого рода данных высказывается предположение, что в не полностью метилированном состоянии вышеупомянутые последовательности экранированы бактериальными мембранами от контактов с регуляторными белками и не могут участвовать в повторном раунде инициации репликации (период эклипса ). Мутации в гене seqA резко уменьшают время эклипса, что проявляется в асинхронности инициаций репликации. Белок SeqA оказался негативным регулятором инициации репликации, действующим на этапе взаимодействия oriC с бактериальными мембранами.

Роль белка SeqA в регуляции репликации бактериальных хромосом. Ген seqA кодирует белок длиной в 181 аминокислотный остаток, инактивация которого летальна для бактериальных клеток. Исследование взаимодействия этого белка с неметилированной, частично и полностью метилированной областями начала репликации методом смещения полос при электрофорезе в полиакриламидном геле показало его предпочтительное связывание с частично метилированными последовательностями. Однако для полной (контекст-зависимой) специфичности его взаимодействия требуется присутствие дополнительных факторов. Действительно, в составе ДНК-белковых комплексов, образованных с участием частично метилированных последовательностей oriC , обнаружен белок с молекулярной массой 24 кДа, который специфически взаимодействует с метилированной цепью ДНК в oriC . Скрининг клонотеки последовательностей E. coli позволил клонировать ген hobH (hemimethylated origin binding), кодирующий этот белок. Мутации по данному гену приводили к частичной утрате бактериальными клетками синхронизации в инициациях репликации, что также косвенно указывает на участие белка HobH в регуляции инициации репликации бактериальных хромосом на ранних стадиях клеточного цикла. Однако истинная роль этого белка в репликации окончательно не известна.

Период эклипса может заканчиваться в результате постепенного завершения метилирования частично метилированной последовательности oriC , находящейся в комплексе с мембранами. Полное метилирование этих последовательностей предотвращает их взаимодействие с мембранами и делает доступными для инициатора DnaA.

Терминация репликации. Встреча двух репликативных вилок в конце цикла репликации бактериальной хромосомы сопровождается несколькими событиями, которые необходимы для полного разделения двух образовавшихся бактериальных хромосом до деления клетки. Движение репликативных вилок навстречу друг другу сопровождается гомологичной рекомбинацией между дочерними хроматидами. В том случае, если количество произошедших рекомбинаций нечетное, образуется димер бактериальной хромосомы, тогда как при четном числе рекомбинаций – две катенированные (зацепленные друг за друга) хромосомы. Во втором случае разделение катенанов с помощью топоизомеразы IV приводит к полному разделению дочерних хромосом, тогда как в случае димера бактериальной хромосомы этого недостаточно. Разделение димера с образованием мономеров происходит в результате сайт-специфической рекомбинации в локусе dif под действием резольвазы (сайт-специфической рекомбиназы) XerCD.

4.2.2.Регуляция репликации плазмиды ColE1

Многие клетки прокариот в дополнение к основной хромосоме содержат небольшие внехромосомные ДНК, называемые плазмидами . Плазмиды, размеры которых варьируют от нескольких тысяч до сотен тысяч пар оснований, а число копий на клетку – от одной до нескольких сотен, способны к автономной (независимой от основной хромосомы) репликации и стабильно наследуются в ряду клеточных поколений. Хотя многие плазмиды дают клеткам-хозяевам ощутимые селективные преимущества (устойчивость к антибиотикам, тяжелым металлам и т.п.), большинство из них являются криптическими , т.е. не проявляющимися в видимом фенотипе клеток. Поскольку их существование – это весомая нагрузка на метаболизм клеток-хозяев, остается непонятным смысл их эволюционной стабильности. Несмотря на то что в природных условиях бактериальные клетки, по-видимому, не испытывают давления отбора, направленного на сохранение плазмид внутри клеток, последние с помощью тонких механизмов, регулирующих число их копий в клетках, стабильно сегрегируют между дочерними бактериальными клетками.

Область начала репликации небольшой плазмиды ColE1, несущей гены устойчивости к колицинам, традиционно используется в генной инженерии при конструировании векторных молекул ДНК, которые находят применение для клонирования и экспрессии в клетках E. coli коротких последовательностей нуклеотидов. Именно поэтому целесообразно рассмотреть механизмы контроля репликации плазмиды ColE1.

Инициация репликации плазмиды ColE1. Репликация плазмиды ColE1 происходит в одном направлении (однонаправленная репликация) с использованием репликативного аппарата клетки-хозяина. Сама по себе плазмида не кодирует ни одного фермента, который требовался бы для ее репликации. Область начала репликации содержит два промотора, один из них обеспечивает синтез РНК-праймера (РНК II), необходимого для инициации репликации плазмиды. Синтезированная РНК II, длина которой зависит от типа реплицируемой плазмиды, далее подвергается процессингу с помощью РНКазы H с образованием РНК длиной в 550 нуклеотидов. Эта молекула эффективно используется ДНК-полимеразой I в качестве праймера при синтезе ведущей цепи ДНК. В отсутствие РНКазы H затравкой во время репликации служит 3’-конец РНК II, хотя и с меньшей эффективностью. В клетках, дефектных по РНКазе H и ДНК-полимеразе, инициация репликации ColE1 осуществляется ДНК-полимеразой III с участием РНК II по механизму, подробно рассмотренному выше.

Все три механизма инициации репликации плазмиды основаны на уникальном свойстве РНК II образовывать стабильный ДНК–РНК-гибрид в области начала репликации. Действительно, обычные транскрипты освобождаются из транскрипционного комплекса после завершения транскрипции и отделения РНК-полимеразы от матрицы, чего не происходит с РНК II. Анализ мутантов плазмиды, дефектных по репликации, а также их ревертантов показал, что в стабильном гибриде РНК II с матрицей происходит взаимодействие между G-богатой петлей РНК II, образованной 265 нуклеотидами выше точки инициации репликации (положение –265), и С-богатым участком ДНК, расположенным в окрестностях нуклеотида –20 (рис. I.48,а ). Обе эти последовательности оказались консервативными у родственных плазмид pMB1, p15A и KSF1030. Взаимодействия между указанными последовательностями, по-видимому, происходят в тот момент, когда РНК-полимераза еще находится в транскрипционном комплексе и цепи ДНК в окрестностях комплекса расплетены. Равновесие между двумя альтернативными конформациями РНК II является критическим в определении доли молекул РНК, остающейся в ДНК–РНК-гибриде, необходимом для инициации репликации плазмиды. Выбор между двумя альтернативными конформациями РНК II определяется первичной структурой участка, расположенного между нуклеотидами –359 и –380 (последовательность ) (см. рис. I.48,б ). Эта последовательность может взаимодействовать с выше расположенной комплементарной последовательностью  (структура ) или с гомологичной последовательностью , расположенной ниже (структура ). После того как РНК-полимераза транскрибирует первые 200 нуклеотидов, образовавшаяся РНК II формирует временную вторичную структуру, для которой характерно наличие трех доменов типа "стебель–петля" (I, II и III). Удлинение РНК II еще на несколько нуклеотидов приводит к разрушению стебля III и образованию стебля IV, который стабилизируется в результате комплементарных взаимодействий между последовательностями  и . В течение последующей элонгации РНК II у нее возникают две альтернативные возможности формировать свою вторичную структуру. Выбор в пользу той или иной конформации зависит от того, останется ли последовательность  связанной с последовательностью  или же образует новые контакты с -последовательностью. Переход от комплементарных пар  к  сопровождается сильными изменениями конформации РНК II, которые в конечном счете определяют ее способность служить праймером при репликации плазмиды. Молекулы РНК II в конформации  могут образовывать РНК–ДНК-гибрид, служащий субстратом для РНКазы H, а в конформации  такой способностью не обладают. Предложенная модель подтверждается, прежде всего, тем, что мутации, делающие предпочтительным образование конформации  из-за дестабилизации стебля IV, затрудняют функционирование РНК II в качестве праймера и приводят к понижению числа копий плазмиды ColE1 внутри бактериальных клеток. Такие мутантные плазмиды, дефектные по репликации, активизируются в результате супрессорных мутаций, стабилизирующих стебель IV. Таким образом, инициация репликации плазмиды ColE1 зависит от способности РНК II образовывать РНК–ДНК-гибрид вблизи точки начала репликации (ori). При этом на образование гибрида оказывают влияние вторичная и третичная структуры выше расположенной последовательности нуклеотидов предшественника праймера.

Рис. I.48. Схема регуляции репликации плазмиды ColE1

а – предполагаемая вторичная структура РНК II, после транскрибирования РНК-полимеразой  500 нуклеотидов ДНК плазмиды; дальнейшее удлинение РНК II сопровождается образованием ДНК–РНК-гибрида (жирная стрелка) между РНК II и транскрибируемой ДНК;

б – возможный механизм контроля репликации плазмиды. В верхней части рисунка изображена генетическая карта участка ДНК, необходимого для инициации репликации плазмидной ДНК и ее контроля. Схематически представлены пространственные структуры двух ингибиторов репликации плазмиды: РНК I и белка Rop. В нижней части изображены две альтернативные конформации РНК II, образующиеся под действием РНК I, I–X – элементы вторичной структуры

Контроль числа копий плазмиды ColE1. Контроль инициации репликации плазмиды ColE1 осуществляется главным образом на уровне изменения пространственной структуры РНК II. Поскольку плазмиды контролируют собственный биосинтез, т.е. их репликация проходит по аутокаталитическому механизму, было постулировано, что инициация репликации ColE1 находится под влиянием ингибитора, кодируемого плазмидой, концентрация которого в клетке тем выше, чем больше число внутриклеточных копий плазмиды. Действительно, анализ механизмов репликации мутантных плазмид, для которых характерна высокая копийность, позволил выявить два транс- действующих фактора, кодируемых плазмидой и оказывающих влияние на репликацию плазмиды in vivo.

Основным ингибитором репликации оказалась небольшая РНК длиной в 108 нуклеотидов, названная РНК I, полностью комплементарная 5’-концевой последовательности предшественника праймера (РНК II). Промотор гена РНК I расположен в области начала репликации плазмиды ColE1 и направлен в противоположную сторону по отношению к промотору РНК II (см. рис. I.48). Комплементарные взаимодействия между РНК I и РНК II оказывают влияние на образование пространственной структуры РНК II таким образом, что предпочтительно возникает конформация βγ, неактивная в отношении инициации репликации (см. рис. I.48,б , внизу справа).

Взаимодействие между РНК I и РНК II происходит продуктивно лишь до тех пор, пока синтезируется короткий транскрипт РНК II длиной не более 80 нуклеотидов. Хотя взаимодействие РНК I с такой короткой последовательностью нуклеотидов происходит медленнее, чем с транскриптом длиной в 360 нуклеотидов, в последнем случае РНК I не оказывает влияния на конформацию 5’-концевой части РНК II и на ее способность функционировать в качестве затравки при репликации плазмиды (конформация αβ, рис. I.48,б , внизу слева). Из этого ясно, что скорость образования гибридов между РНК I и РНК II является определяющей для эффективного функционирования механизма регуляции репликации плазмиды. Процесс взаимодействия РНК I и РНК II в настоящее время детально изучен. Он проходит через образование нескольких промежуточных продуктов и завершается получением стабильного гибрида между полностью комплементарными друг другу РНК I и 5’-концевой областью РНК II.

РНК-организующий белок Rop. Ген второго компонента, негативно регулирующего репликацию плазмиды ColE1, картирован непосредственно за областью начала репликации. Этот ген кодирует 63-звенный белок, названный Rop (repressor of primer), существующий в растворе в виде димера. Как in vivo, так и in vitro Rop усиливает ингибирующую активность РНК I, не оказывая влияния на синтез РНК II. При этом Rop влияет на начальные фазы взаимодействия РНК I и РНК II, облегчая переход очень нестабильного промежуточного продукта С* в более стабильный – С m *. Белок Rop обладает высоким сродством к С* и лишь слабо взаимодействует с изолированными РНК I и РНК II in vitro. Предполагают, что Rop проявляет незначительную специфичность в отношении последовательностей нуклеотидов и распознает некоторые общие особенности структуры комплекса РНК I–РНК II, возникающего на ранних этапах их взаимодействия. Таким образом, функции белка Rop, по-видимому, заключаются в преобразовании нестабильного комплекса РНК–РНК в более стабильный, что, в свою очередь, сопровождается подавлением формирования праймера, необходимого для инициации репликации плазмиды ColE1.

Использование антисмысловых РНК в контроле репликации бактериальных плазмид является распространенным приемом. В частности, репликация небольшой, низкокопийной плазмиды R1 контролируется белком RepA, который участвует в инициации репликации плазмиды в качестве позитивного регуляторного фактора. Синтез RepA, в свою очередь, регулируется посттранскрипционно с помощью небольшой антисмысловой РНК CopA, которая связывается с RepA-мРНК в результате многоступенчатой реакции, напоминающей образование гибрида между РНК I и РНК II, рассмотренное выше. Такое взаимодействие подавляет экспрессию гена repA , возможно, вследствие расщепления РНК–РНК-дуплекса РНКазой III. Внутриклеточная концентрация антисмысловой CopA-РНК прямо пропорциональна числу копий плазмиды R1. Аналогичный механизм описан и для регуляции инициации репликации плазмиды pT181 Staphylococcus aurеus.

При получении бактериальных векторов для генной инженерии, многие из которых содержат область начала репликации плазмиды ColE1, с целью повышения числа их копий в бактериальных клетках часто используют ингибиторы биосинтеза белка, в частности хлорамфеникол. После обсуждения механизмов регуляции контроля репликации этой плазмиды становятся понятными принципы, на которых основан данный прием. Действительно, внесение в культуральную среду хлорамфеникола блокирует биосинтез бактериальных белков, в том числе, и белка Rop, который необходим для эффективного подавления инициации репликации плазмиды под действием РНК I. В результате нарушается контроль копийности плазмид в бактериальных клетках, и они начинают непрерывно реплицироваться, используя для этой цели предварительно синтезированные бактериальные белки.

Известно, что две фенотипически различающиеся плазмиды, использующие одинаковый механизм контроля репликации, несовместимы в одной бактериальной клетке. Клетки, содержащие две плазмиды из разных групп совместимости, в процессе размножения быстро образуют две популяции, каждая из которых содержит только один тип плазмид. Это происходит вследствие случайного выбора плазмид для репликации внутри бактериальных клеток и случайного распределения исходного пула плазмид по дочерним клеткам. Эволюционное возникновение механизма контроля репликации бактериальных плазмид с использованием антисмысловых РНК расширило возможности появления плазмид, принадлежащих к разным группам совместимости и сосуществующих в одних и тех же бактериальных клетках. Действительно, несмотря на использование одного и того же механизма, антисмысловые РНК, обладающие разными последовательностями нуклеотидов, не смогут узнавать "чужие," гетерологичные РНК-мишени. Это позволяет таким плазмидам сосуществовать в одной бактериальной клетке и создает условия для их более широкого распространения в природных популяциях микроорганизмов.

Основное функциональное значение процесса репликации ДНК заключается в снабжении потомства генетической информацией. Для обеспечения генетической стабильности организма и вида ДНК должна реплицироваться полностью и с очень высокой точностью. Процесс репликации ДНК весьма сложен. В нем участвует множество ферментов. Первое энзимологическое исследование репликации ДНК было проведено Артуром Корнбергом, открывшим в Escherichia coli фермент, ныне называемый ДНК-полимеразой I. Этот фермент проявляет несколько типов ферментативной активности и характеризуется сложной структурой. В качестве субстратов ДНК-полимераза I использует дезоксирибонуклео-зидтрифосфаты-производные аденина, гуанина, цитозина и тимина. Полимеразная активность, впервые продемонстрированная для ДНК-полимеразы I, свойственна остальным полимеразам прокариотических и эукариотических клеток, при этом важно помнить, что основной функцией ДНК-полимеразы 1 Е. coli, как было установлено, является репарация ДНК.

Инициация синтеза ДНК

Для инициации синтеза ДНК (рис. 38.13) требуются короткие (10-200 нуклеотидов) последовательности РНК, выполняющие функции затравок (праймеров). Синтез начинается с реакции между 3-гидроксильной группой РНК-затравки и а-фосфатной группой дезоксирибонуклеозидтрифосфата, в ходе которой дезоксирибонуклеозидный остаток присоединяется к РНК-затравке с одновременным выщеплением пирофосфата. З-гидроксильная группа присоединенного дезоксирибону-клеозидмонофосфата осуществляет далее нуклеофильную атаку на а-фосфатную группу следующего встраивающегося дезоксирибонуклеозидтрифосфата, также с отщеплением пирофосфата. Естественно, что выбор очередного нуклеотида на каждом шаге синтеза определяется матричной цепью ДНК согласно правилам, предложенным впервые Уотсоном и Криком (рис. 38.14). Так, если в соответствующем положении матричной цепи находится остаток адениндезоксирибонуклеозидмонофосфата, то в реакцию будет вступать тимидинтрифосфат и его а-фосфатная группа будет атаковаться 3-гидроксильной группой последнего остатка растущей цепи. Реакция происходит только в том случае, если встраиваемый нуклеотид образует комплементарную пару с очередным нуклеотидом матричной цепи ДНК и благодаря водородным связям занимает положение, при котором З-гидроксильная группа растущей цепи атакует новый нуклеотид и включает его в полимер. Последовательности ДНК, присоединенные к РНК-затравкам, были названы по имени открывшего их японского ученого - фрагментами Оказаки (рис. 38.15). У млекопитающих после образования значительного числа фрагментов Оказаки репликационный комплекс приступает

(см. скан)

Рис. 38.13. Инициация синтеза ДНК РНК-затравкой и последующее присоединение второго дезоксирибонуклеозидтрифосфата.

Рис. 38.14. Матричная функция ДНК-цепи при инициированном РНК-затравкой синтезе комплементарной цепи.

Рис. 38.15. Прерывистая полимеризация дезоксирибонуклеотидов и образование фрагментов Оказаки.

к удалению РНК-затравок и заполнению образующихся брешей соответствующими дезоксирибо-нуклеотидами. Затем с помощью ДНК-лигазы фрагменты «сшиваются» между собой с образованием непрерывной цепи ДНК.

Полярность репликации

Как уже отмечалось, молекулы ДНК состоят из двух антипараллельных цепей. Репликация ДНК у про- и эукариот происходит одновременно на обеих цепях. Однако фермента, ведущего синтез ДНК в направлении , не существует, и, следовательно, вновь синтезируемые цепи, казалось бы, не могут расти в одном и том же направлении одновременно. Несмотря на это противоречие, один и тот же фермент осуществляет практически синхронный синтез обеих цепей. При этом цепь, синтезируемая в направлении 5-У («лидирующая»), оказывается непрерывной. Синтез второй («отстающей») цепи осуществляется фрагментами по 150-200 нуклеотидов. Очередные акты инициации синтеза этих фрагментов, происходящего в каждый данный момент также в направлении осуществляются по мере общего продвижения репликационной вилки в одном направлении. Схема «полунепрерывного» синтеза ДНК представлена на рис. 38.16.

При репликации ядерной ДНК млекопитающих

Рис. 38.16. Процесс полунепрерывной, одновременной репликации обеих цепей двухцепочечной ДНК.

большая часть РНК-праймеров в конце процесса удаляется, между тем при репликации митохондриального генома небольшие фрагменты РНК остаются интегрированными в замкнутой кольцевой молекуле ДНК.

Ферменты полимеризации и репарации ДНК

В ядрах клеток млекопитающих имеется класс полимераз, так называемых полимераз альфа (Pol а), ответственных за хромосомную репликацию. Одна молекула Pol а способна включать в растущую цепь около 100 нуклеотидов в секунду, таким образом она функционирует примерно в десять раз медленнее, чем бактериальная ДНК-полимераза. Снижение скорости может объясняться помехами со стороны нуклеосом. Как ДНК-полимераза преодолевает нуклеосомы - неизвестно. Однако известно, что после завершения репликации соответствующие нуклеосомы оказываются распределенными случайным образом в обеих дочерних цепях.

В ядрах клеток млекопитающих обнаружена также ДНК-полимераза с меньшей, нежели у Pol а, молекулярной массой-полимераза бета (Pol, которая не участвует в обычном процессе репликации, но необходима для репарации ДНК (см. ниже). Еще одна, митохондриальная, ДНК-полимераза гамма (Polу) осуществляет репликацию кольцевого генома митохондрий.

Полная репликация генома млекопитающих заканчивается за 9 часов-время, необходимое для удвоения генетического материала диплоидной делящейся клетки. Такая скорость свидетельствует о том, что репликация начинается сразу на многих участках, называемых точками начала репликации и обозначаемых ori (от англ. origin - начало). Таких точек (сайтов) насчитывается около 100. Репликация происходит в двух направлениях, и обе цепи реплицируются одновременно. При этом на хромосоме образуются так называемые «репликационные пузыри» (рис. 38.17).

Сайты, выполняющие роль точек начала репликации у эукариот, определены не достаточно четко. Более полные данные в этом плане имеются для дрожжей и нескольких вирусов животных. Можно сказать с уверенностью, что процессы инициации контролируются как в пространственном аспекте, так и во временном, поскольку соседние кластеры инициируются синхронно. Существует представление о том, что функциональные домены хроматина реплицируются как целостные единицы. При этом подразумевается, что точки начала репликации расположены вполне определенным образом по отношению к единицам транскрипции.

Рис. 38.17. Образование «репликационных пузырей» в процессе синтеза ДНК. Показаны двунаправленность репликации и предполагаемое расположение белков, расплетающих цепь, в репликационных вилках.

Рис. 38.18. Гипотетическая схема действия белка, специфичного к одноцепочечной ДНК в репликационной вилке. По мере синтеза второй цепи белок высвобождается и присоединяется к вновь образованным участкам одноцепочечной ДНК. (Courtesy of В. Alberts.)

(см. скан)

Рис. 38.19. Сравнение двух типов реакций, репарирующих одноцепочечные разрывы ДНК. Реакции, представленные слева, катализируются ДНК-лигазой, а представленные справа-ДНК-топоизомеразой. (Slightly modified and reproduced, with permission from Lehninger A. L.: Biochemistry, 2nd ed. Worth, 1975.)

При репликации двухцепочечная ДНК должна разойтись на индивидуальные цепи с тем, чтобы каждая из них могла функционировать в роли матрицы. Разделению цепей ДНК содействуют молекулы специфических белков, стабилизирующих одноцепочечную структуру при продвижении репликационной вилки. Стабилизирующие белки стехиометрически связываются с одиночной цепью, не мешая при этом нуклеотидам выступать в роли матрицы (рис. 38.18). Наряду с разделением цепей должно происходить и раскручивание спирали (1 оборот на каждые 10 нуклеотидов), сопровождаемое скручиванием вновь синтезированных дочерних цепей. Учитывая время, за которое происходит репликация у прокариот, можно рассчитать, что молекула ДНК должна раскручиваться со скоростью 400 000 об/сек, что совершенно невозможно. Следовательно, должны существовать множественные «шарниры», расположенные по всей длине молекулы ДНК. Шарнирные функции выполняет специальный фермент (ДНК-топоизомераза), вносящий разрывы в одну из цепей раскручиваемой двойной спирали. Разрывы быстро зашиваются этим же ферментом без дополнительных энергетических затрат, поскольку необходимая энергия запасается в форме макроэргической ковалентной связи, возникающей между сахарофосфатным остовом цепи ДНК и топоизомеразой. Представленную на рис. 38.19 схему этого процесса можно сравнить с последовательностью событий сшивания разрыва в ДНК, катализируемых ДНК-лигазой. ДНК-топоизомеразы ответственны также за раскручивание суперспирализованной ДНК. Суперспирализованная ДНК - это высокоупорядоченная структура, образуемая кольцевыми или сверх-длинными молекулами ДНК при закручивании вокруг гистонового кора (рис. 38.20).

Один из классов вирусов животных (ретровирусы) обладает ферментами, способными синтезировать молекулу ДНК по матрице РНК. РНК-зависимая ДНК-полимераза, или обратная транскриптаза (таково название этого фермента), сначала синтезирует РНК-ДНК-гибрид, используя рибонуклеиновый геном вируса в качестве матрицы. Затем фермент РНКаза Н удаляет РНК-цепь, а оставшаяся ДНК-цепь в свою очередь служит матрицей для синтеза второй цепи ДНК. Таким образом возникает кДНК-двухцепочечная ДНК-копия, содержащая информацию, первично представленную в виде РНК-генома ретровируса.

Регуляция синтеза ДНК

В клетках животных и человека репликация ДНК происходит только в определенный период жизни клетки. Этот период называется синтетическим (так называемая -фаза). -фаза отделена от митоза предсинтетическим и постсинтетическим периодами (рис. 38.21).

Рис. 38.20. Суперскручивание ДНК. Левозакрученная тороидная (соленоидная) сверхспираль (слева) превращается в правозакрученную при удалении цилиндрического ядра. Аналогичный переход происходит при разрушении нуклеосом в случае экстракции гистонов концентрированными солевыми растворами.

Первичная регуляция клеткой синтеза собственной ДНК заключается в том, что репликация происходит в строго определенное время и в основном в клетках, готовящихся к делению. В регуляции вступления клетки в -фазу участвуют циклические пуриновые нуклеотиды и, возможно, сами субстраты синтеза ДНК. Механизм такой регуляции остается неизвестным. Многие онковирусы способны ослаблять или разрушать внутренние информационные связи, контролирующие вступление клеток в -фазу. И в этом случае механизм остается неясен, хотя, возможно, он включает фо-сфорилирование определенных белковых молекул хозяйской клетки.

В -фазе клетки млекопитающих содержат большее количество полимеразы а, чем в несинтетические периоды клеточного цикла. Кроме того, в -фазе усиливается активность ферментов, участвующих в образовании субстратов синтеза ДНК (дезок-сирибонуклеозидтрифосфатов). Активность этих ферментов падает при выходе из -фазы и остается на низком уровне вплоть до поступления сигнала к возобновлению синтеза ДНК. В -фазе происходит полная и строго однократная репликация ядерной ДНК. Создается впечатление, что реплицированный хроматин каким-то образов маркируется, в результате

Рис. 38.21. Цикл деления клеток млекопитающих. Фаза синтеза ДНК (-фаза) отделена от митоза периодами G, и G,. (Стрелкой указано направление цикла клеточного развития.)

чего создаются помехи для дальнейшей репликации до тех пор, пока клетка не пройдет митоз. Можно предположить, что в качестве такого ковалентного маркера выступают метильные группы (т.е. маркирование ДНК осуществляется за счет ее метилирования).

Как правило, каждая данная пара хромосом реплицируется одновременно и в строго определенный промежуток S-фазы. Природа сигналов, регулирующих синтез ДНК на этом уровне, неизвестна, но, по-видимому, таким механизмом регуляции обладает каждая индивидуальная хромосома.

Деградация и репарация ДНК

Передача наследственной информации в неискаженном виде - важнейшее условие выживания как каждого конкретного организма, так и вида в целом. Следовательно, в ходе эволюции должна была сформироваться система, позволяющая клетке исправлять нарушения ДНК, вызванные ошибками репликации или повреждающими воздействиями окружающей среды. Подсчитано, что в результате повреждений, обусловленных этими причинами, в геноме клеток зародышевой линии человека происходит в среднем шесть нуклеотидных замен в год. По-видимому, в соматических клетках за год происходит примерно такое же число мутаций.

Как описано в гл. 37, основным условием точной репликации является правильное образование пар нуклеотидов. Точность комплементарных взаимодействий зависит от того, находятся ли пуриновые и пиримидиновые нуклеотиды в благоприятной для спаривания таутомерной форме (рис. 34.7). В равновесии концентрация благоприятных таутомерных форм нуклеотидов превышает концентрацию неблагоприятных таутомеров в 104-105 раз. Этого явно недостаточно для обеспечения безошибочного узнавания. Вот почему в клетках бактерий и млекопитающих существует специальная система мониторинга точности спаривания нуклеотидов. Этот этап проверяется дважды: первый раз - при включении дезоксирибонуклеозидтрифосфатов в растущую цепь и второй раз - уже после включения, с использованием энергозависимого механизма удаления ошибочно встроенных нуклеотидов из вновь синтезированной нити ДНК. Благодаря такому контролю ошибки включения происходят не чаще чем 1 раз на 108-10е пар оснований. В клетках Е. coli этот механизм обеспечивается ДНК-полимеразой, обладающей активностью. В то же время ДНК-полимеразы млекопитающих не обладают явно выраженной корректирующей нуклеазной активностью.

Физические и химические факторы окружающей среды вызывают в ДНК повреждения четырех типов (см. табл. 38.2). Поврежденные участки могут быть подвергнуты репарации, замещены путем рекомбинации или остаться без изменений. В последнем случае возникают мутации, потенциально ведущие к гибели клетки. Возможность репарации и замещения базируется на избыточности информации закодированной в структуре двухспиральной ДНК: дефектная область одной цепи ДНК может быть исправлена по неповрежденной комплементарной цепи.

Ключевой момент всех рекомбинационных и репарационных событий - распознавание дефекта, сопровождающееся либо непосредственной репарацией, либо маркированием для последующего исправления. Термолабильность N-гликозидной связи пуринов приводит к депуринизации ДНК с частотой около 5000-10000 на клетку (в день) при 37° С. Места депуринизации узнаются специальными ферментами,

Таблица 38.2. Типы повреждений ДНК

специфически заполняющими брешь без разрыва фосфодиэфирного остова молекулы.

Как цитозиновые, так и адениновые основания спонтанно дезаминируются с образованием урацила и гипоксантина соответственно. Поскольку в норме ДНК не содержит ни урацила, ни гипоксантина, нет ничего удивительного в том, что специфические -гликозилазы узнают эти аномальные основания и удаляют их. Образовавшийся разрыв служит сигналом для действия репарационных пурин- или пиримидинспецифичных эндонуклеаз, расщепляющих фосфодиэфирную связь возле соответствующего участка повреждения. После этого при последовательном действии экзонуклеазы, репарационной ДНК-полимеразы и ДНК-лигазы происходит заполнение бреши и восстановление исходной правильной структуры (рис. 38.22). Эта цепь событий получила название эксцизионной репарации. Сходным образом происходит процесс репарации ДНК, содержащей алкилированные основания и аналоги оснований.

Восстановление делеций и удаление вставок происходит при помощи рекомбинационных процессов, которые могут протекать либо с участием репликации, либо без нее.

Ультрафиолетовое излучение индуцирует образование пиримидин-пиримидиновых димеров.

Рис. 38.22. Фермент урацил-ДНК-гликозилаза удаляет урацил, возникающий при спонтанном дезаминировании цитозина. (Courtesy of В. Alberts.)

Рис. 38.23. Тимин-тиминовый димер, образующийся при связывании рядом расположенных тиминовых оснований.

Этот процесс затрагивает преимущественно расположенные друг под другом тиминовые основания одной цепи (рис. 38.23). Для удаления тиминовых димеров в клетке существуют два механизма: эксцизионная репарация и фотореактивация. Этот способ репарации подразумевает фотоактивацию видимым светом специфического фермента, который обращает процесс, приведший к образованию димерной структуры.

Одноцепочечные разрывы ДНК, вызванные ионизирующей радиацией, могут быть репарированы прямым лигированием или рекомбинацией. Механизмы, вовлеченные в репарацию поперечных сшивок между основаниями противолежащих цепей или между ДНК и белками, изучены недостаточно.

Итак, репарация повреждений, вызванных ионизирующей радиацией и алкилированием оснований, осуществляется путем вырезания и ресинтеза коротких участков ДНК. Удаление повреждений, вызванных ультрафиолетовым облучением, а также поперечных сшивок достигается аналогичным путем, но в этом случае затрагиваются более протяженные участки ДНК. В клетках млекопитающих о протекании репарационной репликации свидетельствует внеплановый синтез ДНК, т.е. включение в ДНК радиоактивных предшественников вне S-фазы.

При интенсификации процессов эксцизионной репарации в ответ на повреждающие воздействия в клетках млекопитающих усиливается активность фермента поли(АОР-рибозил)-полимеразы. Этот фермент при участии кофермента осуществляет реакцию ADP-рибозилирования белков хроматина. В основном происходит моно-ADP-рибозилирование, однако иногда имеет место присоединение гомополимерных цепочек (ADP-рибоза). Функция поли(АОР-рибозил)-полимеразы или ее продукта - (ADP-рибоза), - в процессе эксцизионной репарации не вполне ясна. Наблюдается корреляция во времени между интенсификацией

процессов репарации и увеличением активности фермента. Специфическое ингибирование активности данного фермента препятствует устранению разрывов в цепи ДНК. Увеличение активности poly (ADP-рибозил)полимеразы вызывается, по-видимому, фрагментацией ДНК в ядре. Такая фрагментация может быть индуцирована в первую очередь физическими агентами (например, рентгеновским излучением), кроме того, она может происходить неадекватно интенсивно в ходе репарации ультрафиолетовых повреждений или повреждений, вызванных алкилирующими агентами. Возрастание активности фермента, вызванное разрывами ДНК, бывает настолько велико, что может привести к истощению внутриклеточного запаса кофермента NAD+.

Пигментная ксеродерма-аутосомно-рецессивное наследственное заболевание. Клинический синдром включает чувствительность к солнечному свету (ультрафиолет), что приводит к образованию множества очагов рака кожи и летальному исходу. Это заболевание, по-видимому, связано с нарушениями репарационных процессов. В культивируемых клетках больных пигментной ксеродермой снижена интенсивность фотореактивации тиминовых димеров. Однако собственно генетические нарушения, приводящие к пигментной ксеродерме, насчитывают по меньшей мере 7 комплементационных групп, что указывает на комплексность причин, вызывающих данное заболевание.

При пигментной юсеродерме в клетках большинства (если не всех) комплементационных групп наблюдаются аномалии в скорости и интенсивности ответа поли(АОР-рибозил)-полимеразы на ультрафиолетовое облучение. В клетках по крайней мере одной комплементационной группы снижение активности фермента, по-видимому, связано с неспособностью разрезать цепь ДНК у поврежденного сайта, поскольку добавление к таким дефектным клеткам дезоксирибонуклеазы нормализует уровень активности поли(АОР-рибозил)-полимеразы.

У больных с атаксией - телеангиэктазией (аутосом-но-рецессивное заболевание, приводящее к мозжечковой атаксии и лимфоретикулярной неоплазме) повышена чувствительность к рентгеновскому облучению. У больных анемией Фанкони (аутосомно-рецессивная анемия, сопровождающаяся повышенной частотой онкологических заболеваний и хромосомной нестабильностью), вероятно, нарушена система репарации поперечных сшивок. Для всех трех описанных синдромов характерна повышенная частота возникновения опухолей. Вполне возможно, что в недалеком будущем будут выявлены другие заболевания человека, вызванные нарушениями в системе репарации повреждений ДНК.

ЛИТЕРАТУРА

Bauer W. R. et al. Supercoiled DNA, Sci. Am. (July), 1980, 243, 118.

Cantor C.R. DNA choreography, Cell, 1981, 25, 293. Igo-Kemenes Т., Horz W., Zachau H.G. Chromatin, Annu.

Rev. Biochem., 1982, 51, 89.

Jelinek W. R.. Schmid C. W. Repetitive sequences in eukaryotic DNA and their expression, Annu. Rev. Biochem., 1982,51, 813.

Jongstra J. et al. Induction of altered chromatin structures by simian virus 40 enhancer and promoter elements, Nature, 1984, 307, 708.

Kornberg A. DNA Replication, Freeman, 1980.

Lindahl T. DNA repair enzymes, Annu. Rev. Biochem., 1982, 51, 61.

Loeb L. A., Kunkel T. A. Fidelity of DNA synthesis, Annu. Rev.

Biochem, 1982, 51, 429.

McGhee J. D., Felsenfeld G. Nucleosome structure, Annu. Rev.

Biochem., 1980, 49, 1115.

Nossal N. G. Prokaryotic DNA replication systems, Annu. Rev. Biochem., 1983, 52, 581.